12.3. Способы заражения лабораторных животных
В зависимости от цели исследования используют различные способы заражения: внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутрибрюшинный, внутривенный, пероральный или интраназальный. При перечисленных способах, за исключением перорального и интраназального, заражение осуществляется с помощью шприца.
Взвесь микробной культуры, эмульсию из зараженных органов или кровь больного осторожно набирают в шприц, после чего конец иглы закрывают кусочком ваты, смоченным 5,0 % раствором хлорамина или спиртом. Повернув шприц иглой кверху, осторожно выпускают из него пузырьки воздуха и вводят содержимое шприца животному.
Внутрикожный способ заражения. При этом способе применяют тонкие (№ 18–20) острые иглы с небольшим скосом. Кожу в месте введения материала растягивают I и II пальцами левой руки, правой рукой вводят иглу под очень острым углом, почти касаясь кожи. Конец иглы должен быть виден через эпидермис: при введении материала эпидермис приподнимается в виде четко ограниченного бугорка, кожа над ним становится прозрачной и пористой, вследствие чего ее сравнивают иногда с лимонной корочкой. Материал вводят в объеме до 0,1 мл обычно в кожу спины или живота.
Подкожный способ заражения. Кожу в месте введения материала приподнимают I и II пальцами левой руки. Иглу шприца вкалывают в основание образовавшейся складки. Проколов кожу и пройдя вглубь на несколько миллиметров, иглу отклоняют вправо или влево и затем медленно вводят материал, содержащийся в шприце. Изменять направление иглы под кожей рекомендуется для того, чтобы введенное вещество не выступало через прокол кожи наружу. Затем складку кожи опускают, на место укола накладывают ватный тампон, смоченный спиртом или спиртовым раствором, а иглу быстро вынимают. Наиболее удобными местами для подкожного введения материала у кроликов и морских свинок являются область спины и боковые поверхности несколько ниже подмышечных впадин, у крыс и мышей – область спины, крестца и затылка. Количество жидкости, вводимой подкожно, не должно превышать 30 мл для кроликов, 15 мл – для морских свинок, 10 мл – для крыс и 1 мл – для мышей.
Внутримышечный способ заражения. Выбирают участок тела с наиболее развитым мышечным слоем. У кроликов, морских свинок, крыс и мышей таким местом является наружная верхняя треть бедра задней лапы. Захватывают I и II пальцами левой руки толстую мышечную складку и вводят иглу почти под прямым углом в глубь мышц. Объем жидкости, допустимый для внутримышечного введения, составляет для кроликов 8 мл, для морских свинок – 5 мл, для крыс – 3 мл, для мышей – 0,5 мл.
Внутрибрюшинный способ заражения. Помощник держит животное вниз головой. В этом положении кишечник смещается в сторону диафрагмы, что в значительной мере уменьшает возможность его повреждения в момент прокола. У животных (за исключением мышей) в нижней трети живота, несколько отступя от средней линии, делают скальпелем или остроконечными ножницами надсечку кожи длиной 2–3 мм и через нее вводят притуплённую иглу, держа шприц перпендикулярно брюшной стенке. Преодолевая сопротивление, очень осторожно, буравящими движениями иглу продвигают вглубь. Чувство «провала», исчезновение ощущения сопротивления на пути говорят о проникновении иглы в брюшную полость. После этого иглу переводят в вертикальное положение и вводят содержащийся в шприце материал в полость брюшины. Внутри-брюшинно можно вводить до 30 мл жидкости кроликам, до 10мл – морским свинкам, до 5 мл – крысам, до 2 мл – мышам.
Внутривенное заражение кроликов. Кроликов заражают в краевую вену уха. Вдоль наружного края уха выщипывают шерсть, затем это место слегка пощелкивают кончиками пальцев, чтобы вызвать гиперемию сосудов, и протирают ватой, смоченной в 70 % спирте. После явного набухания вены под ухо подводят II палец левой руки. Прокол вены следует делать ближе к верхушке уха, так как при частых уколах возможна облитерация сосуда в этом месте, но проксимальный участок вены остается неповрежденным. Чтобы удостовериться, правильно ли введена игла, сначала вводят небольшое количество материала. При нахождении иглы в полости вены материал вводится свободно, в противном же случае жидкость из шприца вытекает с трудом, а на ухе в месте введения образуется вздутие. Если игла не попала в вену, ее вынимают и вводят повторно в другое место ближе к основанию уха. По окончании введения нижний участок вены слегка придавливают, а к месту укола прикладывают кусочек стерильной ваты, смоченной спиртом или спиртовым раствором йода, после чего из вены извлекают иглу. Внутривенно кроликам можно вводить до 20 мл жидкости.
Внутривенное заражение крыс и мышей. Крыс и мышей заражают в боковую вену хвоста. Непосредственно перед введением материала хвост животного, чтобы вызвать гиперемию сосудов, погружают в сосуд с водой, подогретой до 50°С, смазывают ксилолом или толуолом. После того как сосуды заметно набухают, корень хвоста сдавливают пальцами. Для введения материала лучше всего пользоваться туберкулиновыми иглами, очень тонкими и короткими, с косым срезом. При введении иглы в вену шприц держат под острым углом, почти параллельно оси хвоста. Иглу поворачивают отверстием наружу. Корень хвоста освобождают от сдавливания. Как и в предыдущем случае, нахождение иглы в вене определяют по легкости введения материала и отсутствию заметного уплотнения в месте, где находится игла. Взрослым белым крысам допускается вводить до 6 мл жидкости, мышам – до 0,5 мл.
Заражение через пищеварительный тракт. Заразить животное через рот можно двумя способами. Материал, предназначенный для заражения, примешивают к корму или питью животного. Такой способ является наиболее простым и естественным, однако в лабораторной практике применение его ограничено, поскольку количество материала, попадающее в организм заражаемого животного, не подлежит точному учету.
В связи с этим значительно чаще материал, предназначенный для заражения, вводят животному шприцем, игла которого имеет незначительный изгиб и утолщение на конце в виде оливы. Наличие изгиба допускает введение иглы в пищевод животного. Диаметр иглы для мышей должен быть не более 1 мм, для крыс – 1–1,5 мм, длина – соответственно 35–45 и 70–75 мм.
Крыс и мышей фиксируют перед заражением в вертикальном положении: одной рукой помощник держит животное за складку кожи на затылке, около ушей, другой – за корень хвоста. Животным открывают рот браншами пинцета, вставляя их между нижней и верхней челюстями. Иглу, введенную в рот, продвигают по задней стенке глотки на глубину 1 см у мышей и 2–2,5 см у крыс. На указанной глубине игле придают вертикальное положение. Процесс введения иглы, как правило, затруднений не представляет, конец ее проникает непосредственно в желудок или в нижний отдел пищевода. Количество материала, вводимого за один раз в желудок мышей, должно быть не более 1 мл, взрослых крыс – не более 3,5 мл (рис. 12.7).
А.Е.Попова (1972) при пероральном введении жидкостей мелким лабораторным животным предложила пользоваться вместо металлического зонда с оливой полихлорвиниловой трубкой, представляющей собой наружную оболочку одного про вода многожильного телефонного кабеля, из которого удален проводник. Длина трубки 15–17 см, наружный диаметр 1– 1,5 мм, внутренний просвет 0,5–0,7 мм.
Рис. 12.8. Заражение кролика per os.
В отличие от металлического зонда, часто попадающего в дыхательные пути и вызывающего гибель животных от асфиксии, а при глубоком введении повреждающего стенку желудка и пищевода, эластический зонд при незначительном усилии легко проникает из полости рта в пищевод и желудок животного, не требуя строгого ограничения глубины введения, так как даже при излишне глубоком введении стенки желудка не повреждаются.
Вводимая жидкость дозируется с помощью шприца, на сосок которого надевают эластичный зонд.
Морских свинок и кроликов перед заражением peros фиксируют в нормальном для животного положении. Удобнее всего завернуть их в полотенце и посадить к помощнику на колени.
Зараженный материал вводят через эластичный зонд. Для этой цели обычно выбирают катетер из наиболее мягкой и эластичной резины длиной 7,5–8 см и толщиной не более 0,3–0,5 см. Перед введением зонда в рот животному вставляют роторасширитель, или, как его называют, «зевник», который представляет собой дощечку с круглым отверстием в середине. Ширина дощечки для кролика равна 2 см, для морской свинки – 1 см. Через отверстие вставленного в рот «зевника» осторожно вводят в пищевод зонд, смазанный вазелином или глицерином. Для того чтобы облегчить введение зонда, животному вливают пипеткой в рот несколько капель воды, вызывая глотательные движения, во время которых зонд легко, без внешнего воздействия продвигается в глубь пищевода. Наружный конец введенного зонда присоединяют к шприцу, наполненному материалом, который вводят в желудок медленно в количестве 2,5–3,5 мл морским свинкам и 3,5–5 мл кроликам (рис. 12.8).
Заражение через дыхательные пути (интраназальное заражение). Животному, фиксированному на доске, прикладывают к носу кусочек ваты, смоченной эфиром или хлороформом. К заражению приступают после того, как у животного появится состояние легкого наркоза. Зараженный материал с помощью шприца вводят в нос небольшими каплями на глубину 1–1,5 мм мышам, 2–3 мм крысам, 4 мм кроликам и морским свинкам. Чтобы не поранить слизистые оболочки, для введения материала берут абсолютно тупую иглу.
Источник
Методы заражения лабораторных животных.
Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, пероральный, интраназальный, внутриполостной (в брюшную полость, в грудную полость, в переднюю камеру глаза), внутриорганный (в мозг, в лёгкие).
Способ заражения зависит от вида материала, вида животного, тропизма микроба.
Участок кожи, где проводится манипуляция, обрабатывают в такой последовательности:
· выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть;
· удаляют остатки шерсти депилятором;
· участок кожи подвергают антисептической обработке одним из способов (спиртом, спиртом в смеси с эфиром 1:1, 10% настойкой йода).
Материал вводят с соблюдением правил асептики. При болезненных вмешательствах предварительно проводят анестезию.
Накожный метод.На кожу спины или живота, освобождённую от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.
Внутрикожный метод.Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие («лимонная корочка») не исчезает 3–5 минут.
Подкожный метод.Иглу шприца вводят в основание кожной складки предполагаемого места инъекции. После прокола кожи направление иглы меняют и медленно вводят жидкость – мышам не более 1,0 мл, морским свинкам и крысам –1,5 мл, кроликам –3,0 мл, место введения обрабатывают антисептиком. Следят за тем, чтобы введенный материал не вытекал наружу.
Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. Острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.
Внутривенный метод.Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55 0 С) водой. Материал вводят медленно.
Пероральный метод.Объём жидкости, вводимой перорально, зависит от вида и возраста животного.
Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Процесс введения зонда требует навыков. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине. Продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.
Крыс или мышей помощник фиксирует в вертикальном положении, рот открывают браншами пинцета. Жидкость можно вводить двумя способами: а) шприцем со специальной изогнутой иглой, конец которой утолщен в виде шарика с боковым отверстием; б) шприцем с обычной иглой, на которую насажен тонкий эластичный зонд.
Интраназальный метод.Животное фиксируют, с помощью эфира или хлороформа вызывают состояние лёгкого наркоза. Материал вводят в нос животному маленькими каплями шприцем и иглой с насаженным тонким зондом. Материал можно капать непосредственно на нос животного, контролируя его попадание в носовые ходы.
Внутрибрюшинный метод.Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают антисептиком до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.
Дата добавления: 2015-02-23 ; просмотров: 5525 ; ЗАКАЗАТЬ НАПИСАНИЕ РАБОТЫ
Источник
Способы заражения животных микробиология
В зависимости от цели исследования используют различные способы заражения: внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутрибрюшинный, внутривенный, пероральный или интраназальный. При перечисленных способах, за исключением перорального и интраназалыюго, заражение осуществляется при помощи шприца.
Взвесь микробной культуры, эмульсию из зараженных органов или кровь больного осторожно набирают в шприц, после чего конец иглы закрывают кусочком ваты, смоченным 5% раствором хлорамина или спиртом. Повернув шприц иглой кверху, осторожно выпускают из него пузырьки воздуха и вводят содержимое шприца животному.
а) Внутрикожный способ заражения. При этом способе применяют тонкие (№18-20) острые иглы с небольшим скосом. Кожу в месте введения материала растягивают I и II пальцами левой руки, правой рукой вводят иглу под очень острым углом, почти касаясь кожи. Конец иглы должен быть виден через эпидермис: при введении материала эпидермис приподнимается в виде четко ограниченного бугорка, кожа над ним становится прозрачной и пористой, вследствие чего ее сравнивают иногда с лимонной корочкой. Материал вводят в объеме до 0,1 мл обычно в кожу спины или живота.
б) Подкожный способ заражения. Кожу в месте введения материала приподнимают I и II пальцами левой руки; иглу шприца вкалывают в основание образовавшейся складки. Проколов кожу и пройдя вглубь на несколько миллиметров, иглу отклоняют вправо или влево и затем медленно вводят материал, содержащийся в шприце. Изменять направление иглы под кожей рекомендуется для того, чтобы введенное вещество не выступало через прокол кожи наружу. Затем складку кожи отпускают, на место укола накладывают ватный тампон, смоченный спиртом или спиртовым раствором, а иглу быстро вынимают.
Наиболее удобными местами для подкожного введения материала у кроликов и морских свинок являются область спины и боковые поверхности несколько ниже подмышечных впадин, у крыс и мышей — область спины, крестца и затылка. Количество жидкости, вводимой подкожно, не должно превышать 30 мл для кроликов, 15 мл—для морских свинок, 10 мл—для крыс и 1 мл—для мышей.
в) Внутримышечный способ заражения. Выбирают участок тела с наиболее развитым мышечным слоем. У кроликов, морских свинок, крыс и мышей таким местом является наружная верхняя треть бедра задней лапы. Захватывают I и II пальцами левой руки толстую мышечную складку и вводят иглу почти под прямым углом в глубь мышц. Объем жидкости, допустимой для внутримышечного введения, составляет для кроликов 8 мл, для морских свинок — 5 мл, для крыс— 3 мл, для мышей — 0,5 мл.
г) Внутрибрюшинный способ заражения. Помощник держит животное вниз головой. В этом положении кишечник смещается в сторону диафрагмы, что в значительной мере уменьшает возможность его повреждения в момент прокола. У животных (за исключением мышей) в нижней трети живота, несколько отступя от средней линии, скальпелем или остроконечными ножницами надсекают кожу (длина разреза 2-3 мм) и через нее вводят притупленную иглу, держа шприц перпендикулярно брюшной стенке.
Преодолевая сопротивление, очень осторожно, буравящими движениями иглу продвигают вглубь. Чувство «провала», исчезновение ощущения сопротивления на пути говорят о проникновении иглы в брюшную полость. После этого иглу переводят в вертикальное положение и вводят содержащийся в шприце материал в полость брюшины. Внутрибрюшинно можно вводить до 30 мл жидкости кроликам, до 10 мл — морским свинкам, до 5 мл — крысам, до 2 мл — мышам.
д) Внутривенное заражение кроликов осуществляют через краевую вену уха. Вдоль наружного края уха выщипывают шерсть, затем это место слегка пощелкивают кончиками пальцев, чтобы вызвать гиперемию сосудов, и протирают ватой, смоченной в 70° спирте. После явного набухания вены под ухо подводят II палец левой руки. Прокол вены следует делать ближе к верхушке уха, так как при частых уколах возможна облитерация сосуда в этом месте, но проксимальный участок вены остается неповрежденным. Чтобы удостовериться, правильно ли введена игла, сначала вводят небольшое количество материала.
При нахождении иглы в полости вены материал вводится свободно, в противном же случае жидкость из шприца вытекает с трудом, а на ухе в месте введения образуется вздутие. Если игла не попала в вену, ее вынимают и вводят повторно в другое место ближе к основанию уха. По окончании введения нижний участок вены слегка придавливают, а к месту укола прикладывают кусочек стерильной ваты, смоченной спиртом или спиртовым раствором йода, после чего иглу из вены извлекают. Внутривенно кроликам можно вводить до 20 мл жидкости.
Методы введения препаратов:
а — подкожное; б — внутрибрюшинное; е — пероральное.
е) Внутривенное заражение крыс и мышей. Крыс и мышей заражают в боковую вену хвоста. Непосредственно перед введением материала хвост животного, чтобы вызвать гиперемию сосудов, помещают в сосуд с водой, подогретой до 50 °С, смазывают ксилолом или толуолом. После того как сосуды заметно набухают, корень хвоста сдавливают пальцами. Для введения материала лучше всего пользоваться туберкулиновыми иглами, очень тонкими и короткими с косым срезом. При введении иглы в вену шприц держат под острым углом, почти параллельно оси хвоста.
Иглу поворачивают отверстием наружу. Корень хвоста перестают сдавливать. Как и в предыдущем случае, нахождение иглы в вене определяют по легкости введения материала и отсутствию заметного уплотнения в месте, где находится игла. Взрослым белым крысам допускается вводить до 6 мл жидкости, мышам — до 0,5 мл.
ж) Заражение через пищеварительный тракт. Заразить животное через рот можно двумя способами. Материал, предназначенный для заражения, примешивают к корму или питью животного. Такой способ является наиболее простым и естественным, однако в лабораторной практике применение его ограничено, поскольку количество материала, попадающее в организм заражаемого животного, не подлежит точному учету. В связи с этим значительно чаще материал, предназначенный для заражения, вводят животному шприцем, игла которого имеет незначительный изгиб и утолщение на конце в виде оливы. Наличие изгиба допускает введение иглы в пищевод животного. Диаметр иглы для мышей должен быть не более 1 мм, длина—соответственно 35-45 и 70-75 мм.
Крыс и мышей фиксируют перед заражением в вертикальном положении: одной рукой помощник держит животное за складку кожи на затылке, около ушей, другой за корень хвоста. Животным открывают рот брашнами пинцета, вставляя их между нижней и верхней челюстями. Иглу, введенную в рот, продвигают по задней стенки глотки на глубину 1 см у мышей и 2-2,5 см у крыс. На указанной глубине игле придают вертикальное положение.
Процесс введения иглы, как правило, затруднений не вызывает, конец ее проникает непосредственно в желудок или в нижний отдел пищевода. Количество материала, вводимого за один раз в желудок мышей, не должно быть более 1 мл, взрослых крыс — не более 3,5 мл.
А. Е. Попова (1972) при пероральном введении жидкостей мелким лабораторным животным предложила пользоваться вместо металлического зонда с оливой полихлорвиниловой трубкой, представляющей собой наружную оболочку одного провода многожильного телефонного кабеля, из которого удален проводник. Длина трубки 15 см, наружный диаметр — 1-1,5 мм, внутренний просвет — 0,5-0,7 мм.
В отличие от металлического зонда, часто попадающего в дыхательные пути и вызывающего гибель животных от асфиксии, а при глубоком введении повреждающего стенку желудка и пищевода, эластический зонд при незначительном усилии легко проникает из полости рта в пищевод и желудок животного, не требуя строго ограничения глубины введения, так как даже при излишне глубоком введении стенки желудка не повреждаются.
Вводимую жидкость дозируют при помощи шприца, на сосок которого надевают эластический зонд.
Морских свинок и кроликов перед заражением фиксируют в нормальном для животного положении. Удобнее всего завернуть их в полотенце и посадить помощнику на колени.
Подготовленный материал вводят через эластический зонд. Для этой цели обычно выбирают катетер из наиболее мягкой и эластичной резины длиной 7,5-8 см и толщиной не более 0,3-0,5 см. Перед введением зонда в рот животному вставляют расширитель или так называемый зевник—специальное приспособление или дощечку с круглым отверстием в середине. Ширина дощечки для кролика равна 2 см, для морской свинки— 1 см. Через отверстие вставленного в рот «зевника» осторожно вводят в пищевод зонд, смазанный вазелином или глицерином.
Для того чтобы облегчить введение зонда, животному вливают пипеткой в рот несколько капель воды, чтобы вызвать глотательные движения, во время которых зонд легко продвигается в глубь пищевода. Наружный конец введенного зонда присоединяют к шприцу, наполненному материалом, который вводят в желудок медленно в количестве 2,5-3,5 мл морским свинкам и 3,5-5 мл—кроликам.
з) Заражение через дыхательные пути (интраназальное заражение). Животному, фиксированному к доске, прикладывают к носу кусочек ваты, смоченной эфиром или хлороформом. К заражению приступают после того, как у животного разовьется состояние легкого наркоза. Зараженный материал при помощи шприца вводят в нос небольшими каплями на глубину 1-1,5 мм мышам, 2-3 мм — крысам, 4 мм — кроликам и морским свинкам. Чтобы не поранить слизистые оболочки, для введения материала берут притупленную иглу.
Редактор: Искандер Милевски. Дата публикации: 10.08.2019
Источник
