Способы заражения экспериментальных животных

Методы заражения лабораторных животных

Подкожное заражение. Материал вводят в складку кожи, которую захватывают пальцами на спине, у корня хвоста (мышь), на животе (морские свинки, кролики). Прокалывают складку иглой, вводят иглу примерно наполовину, медленно впрыскивают материал. После этого отпускают складку кожи, накладывают на иглу кусочек ваты и быстро вынимают иглу. Во избежание выхода инъецированной жидкости иглу вынимают под углом 45º. Место введения обрабатывают спиртом.

Накожное заражение. На участок кожи, лишенный шерсти и продезинфицированный наносят царапину с помощью иглы или скарификатора. На царапину капают каплю заразного материала и втирают его в кожу шпателем или стеклянной палочкой.

Внутрикожное заражение. Накануне введения шерсть на боку или спине животного (кролики, морские свинки) подстригают, а затем выбривают. Тонкую иглу вводят острым углом в приподнятую складку кожи под эпидермис. Жидкость вводят в объеме 0,1-0,2 мл, при этом используют туберкулиновый шприц. В результате на месте введения поверхностный слой эпидермиса приподнимается в виде бугорка.

Внутримышечное заражение. Материал вводят длинной иглой глубоко в мышцу бедра, а у птиц – в мышцу груди.

Внутривенное заражение. Для этого способа заражения у кроликов используют краевую вену уха, у морских свинок – ушную и яремную, у кошек и собак – яремную и бедренную, у мышей и крыс – хвостовую вену, причем перед впрыскиванием хвост животных погружают в теплую воду, чтобы вызвать гиперемию. Место введения дезинфицируют, тщательно протирают ксилолом для набухания вены. Материал вводят тонкой иглой по направлению тока крови.

Внутрибрюшинное (интраперитонеальное) заражение. Животное держат вниз головой, чтобы внутренности брюшной полости опустились к диафрагме. При этом образуется свободное место для иглы. Укол делают в нижней трети живота, но не слишком низко. Это уменьшает опасность повреждения отдельных участков кишечника, мочевого пузыря и половых органов. Место инъекции дезинфицируют, берут складку кожи как при подкожном заражении, вводят в нее иглу, поворачивают под прямым углом и быстрым толчком прокалывают брюшную стенку. При таком способе заражения можно ввести большое количество заразного материала.

Заражение через пищеварительный тракт (пероральное). Наиболее простым способом является смешивание исследуемого материала или микробной взвеси с кормом, однако при этом нельзя учесть дозу инфекта. Более точные результаты получают при закапывании материала пипеткой через рот. При этом животное фиксируют в вертикальном положении, надавливанием пальцами на щеки или пинцетом открывают рот и медленно капают, давая проглотить каждую каплю. Для данного метода заражения используют также тонкий зонд, который вводят через нос. На наружный конец зонда надевают шприц. Это также позволяет дозировать вводимый материал. Мелких животных заражают при помощи шприца, на который надевают иглу с утолщением на конце в виде оливы.

Заражение через нос (интраназальное). Производят закапывание материала в нос пипеткой или иглой, надетой на шприц. Лучше такое заражение осуществлять под легким наркозом.

Внутричерепное (интрацеребральное) заражение. Мышей и крыс заражают как под наркозом так и без него. Заразный материал вводят на расстоянии 1-2 мм от точки пересечения средней линии черепа с линией, соединяющей наружные углы глаз. Место укола дезинфицируют. Для заражения используют туберкулиновый шприц с тонкой иглой. Кроликов и морских свинок заражают путем прокола тонкой кости в области надглазничной борозды. Испытуемый материал необходимо вводить медленно, чтобы не вызвать резкого повышения внутричерепного давления и предупредить обратный выход вводимого материала. У крупных животных производят трепанацию черепа.

Заражение через глаз (интроокулярное) можно проводить различными способами. Заражение через конъюктиву кролику или морской свинке проводят в задний угол глаза, капая одну каплю материала из пипетки.

При субконъюктивальном заражении тонкой иглой вводят 0,2-0,5 мл материала под конъюктиву. Образуется небольшой пузырек, который быстро рассасывается.

Заражение через прямую кишку (перректальное). Заражение производят путем введения заразного материала, суспендированного в физиологическом растворе, имеющем температуру тела, при помощи клизмы.

Источник

Экспериментальная инфекция. Цели и способы заражения животных. Этика экспериментальных исследований

Экспериментальная инфекция — инфекция при которой заражается животное для лечения, профилактики или диагностики заболеваний. В медико-биологических исследованиях используется до 250 видов животных. От общего числа лабораторных животных на долю белых мышей приходиться около 70% , белых крыс – 15%, морских свинок – 9%, кроликов – 2%. Эти животные чаще всего используются в целях диагностики заболевания, моделирования различных патологических состояний, изучения вопросов иммунологии, изготовления лечебно-профилактических препаратов, производства биологических препаратов – диагностических сывороток, вакцин, культур тканей и др. Лаб.животные служат также донорами, от которых можно систематически брать кровь для приготовления кровяных питательных сред и проведения специальных исследований, связанных с использованием крови и ее ингредиентов: сыворотки, плазмы, эритроцитов, гранулоцитов, агранулоцитов и т.д. Кроме того, животные используются как доноры клеточных элементов выпотевающих в серозные полости.

Методы заражения лабораторных животных.Наиболее широко лабораторные животные используются в бактериологической и вирусологической практике, как в целях диагностики, так и для воспроизведения экспериментальных инфекций. Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, внутриполостной (брюшная полость, грудная, передняя камера глаза), внутриорганный (мозг, легкие), введение микроорганизмов в пищеварительный или дыхательный тракт.

Участок кожи, где происходит та или иная манипуляция, непосредственно перед ее выполнением или заранее, обрабатывают в такой последовательности: а) выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть; б) удаляют остатки шерсти депилятором; в) дезинфицируют участок одним из способов (спиртом, спиртом в смеси с эфиром 1:1, 10% настойкой йода).

Накожный метод.На кожу спины или живота, освобожденную от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.

Внутрикожный метод.Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором, сухой порошок которого разводят водой, накладывают образовавшуюся кашицу на кожу на время, указанное в наставлении к его применению. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие не исчезает 3-5 минут.

Подкожный метод.Иглу шприца вводят в основание кожной складки предполагаемого места инъекции. После прокола кожи направление иглы меняют и медленно вводят жидкость – мышам не более 1,0 мл, морским свинкам и крысам – 1,5 мл, кроликам – 3,0 мл место введения обрабатывают. Следят за тем, чтобы введенный материал не вытекал наружу.

Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.

Внутривенный метод. Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55°С) водой. Материал вводят медленно.

Внутрибрюшинный метод. Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.

Оральный метод.Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине; продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.

Крыс или мышей помощник фиксирует в вертикальном положении. Жидкость можно вводить двумя способами: а) шприцем со специальной изогнутой иглой, конец которой утолщен в виде шарика с боковым отверстием; б) шприцем с обычной иглой, на которую насажен тонкий эластичный зонд. Животным открывают рот браншами пинцета. Процесс введения зонда требует навыков. Объем жидкости зависит от вида и возраста животного.

Интраназальный метод. Животное фиксируют. С помощью эфира или хлороформа вызывают состояние легкого наркоза. Шприцем и иглой с насаженным тонким зондом вводят в нос животному маленькими каплями заразный материал. Материал можно капать непосредственно на нос животного, контролируя его попадание в носовые ходы.

Механическое удерживание земляных масс: Механическое удерживание земляных масс на склоне обеспечивают контрфорсными сооружениями различных конструкций.

Источник

Экспериментальное заражение животных

Затем животное фиксируют, т. е. ограничивают его подвижность, и создают наиболее удобное положение для проведения манипуляций.

Для фиксирования животных существую разные приспособления: доски различного типа, ящики-боксы, пластинки, станки и т. д.

Вид фиксации зависит от характера манипуляции. Например, при введении материала в вену уха кролика можно использовать деревянный ящик-бокс, передняя стенка которого имеет отверстие для головы и состоит из двух половинок, одна из которых выдвигается. Животное помещают в ящик, голову просовывают в отверстие и фиксируют выдвижной половиной стенки (рис. 28). Чтобы фиксировать животное в лежачем положении, используют доску, которая должна соответствовать размеру тела животного. Сбоку доски на уровне лапок укрепляют четыре кольца или крючка. Животное кладут животом вверх или вниз в зависимости от характера манипуляции, на лапки надевают петли, сделанные из марлевого бинта или веревки, другой конец которой закрепляют на крючке или в кольце.

Применяют и более простые формы иммобилизации: животное можно плотно запеленать в полотенце или халат либо держать в положении, ограничивающем движения! Например, помощник берет морскую свинку правой рукой за задние лапки, левой — за грудь. Белую мышь можно взять за кончик хвоста, поместить на стол и, когда хвост при движении животного натягивается, левой рукой захва­тить кожу головы или затылка между ушами. Крыс фик­сируют также, но при этом обычно применяя корнцанги. Работать с мелкими животными, например, с мышами, можно и одному, без помощника: для этого надо захватить указательным и большим пальцами левой руки кожу затылка мыши между ушами и, повернув руку ладонью вверх, зажать левую лапку и хвост между мизинцем и мягкой частью ладони. Свободной рукой производят нужные манипуляции.

Подготовка инструментов для проведения эксперимента. Шприцы, иглы, пинцеты, скальпели, предназначенные для заражения животных, стерилизуют кипячением. Шприцы предварительно разбирают, закладывают в сетку стерили­затора, кипятят 30 мин, затем стерильно собирают при помощи пинцета.

Животное можно заражать нативным материалом: гно­ем, мокротой, кровью, эмульсией из органов и т. д. и взвесью микробов, густоту которой определяют с по­мощью оптического стандарта.

Материал, предназначенный для инъекции, помещают в стерильную посуду. Чтобы избежать разбрызгивания исследуемого материала, наполнение шприца производят крайне осторожно. Для этого отверстие иглы опускают ниже поверхности материала и осторожно, медленно набирают в цилиндр шприца количество материала нес­колько больше, чем требуется. Затем поворачивают шприц вертикально (иглой вверх) и, покрывая кончик иглы стерильной ватой, выталкивают из шприца пузырьки воздуха и избыток материала. Грязную вату сбрасывают пинцетом в дезинфицирующий раствор.

Способы заражения

Существуют следующие способы введения материала: подкожный, внутрикожный, накожный, внутримышечный, внутрибрюшинный, внутривенный, пероральный (через рот), интраназальный (через; нос в дыхательный тракт); введение в глаз, введение в центральную нервную систему и т. д.

Участок где должна быть сделана инъекция, разрез или пункция, называют (применяют) подкожное введение материала. Для введения животным материала внутрикожно, подкожно или накожно необходимо освободить операционное поле от шерсти. Шерсть можно выстричь (для этого применяют ножницы с закругленными краями, чтобы избежать порезов), выщи­пать или удалить при помощи бритвы, растягивая для этого кожу большим и указательным пальцами левой руки (чтобы не поранить кожу).

В некоторых случаях для полного удаления шерсти применяют депиляторий, однако им можно пользоваться только за 2—3 дня до опыта, так как он иногда вызывает -раздражение кожи. После применения депилятория кожу очищают от шерсти, промывают теплой водой и смазыва­ют вазелином.

При любом способе удаления шерсти перед инъекцией операционное поле дезинфицируют спиртом или спирто­вым раствором йода.

«Внутрикожное введение» Этот способ наиболее часто применяют при аллергических пробах и введении токсина (например, дифтерийного). Необходимо иметь тонкие, острые иглы (№ 18—20) с короткой бородкой. Удобно использовать туберкулиновый шприц. Кожу, освобожден­ную от шерсти, растягивают большим и указательным пальцами; иглу вводят под острым углом срезом вверх. Правильно введенная игла просвечивает сквозь эпидермис. Исследуемый материал вводят медленно; на месте введе­ния образуется пузырек, который быстро рассасывается.

Накожный способ. Поверхность кожи после удаления шерсти скарифицируют. Исследуемый материал наносят на скарифицированный участок и втирают шпателем или стерильной палочкой. Животное должно быть зафиксиро­вано до тех пор, пока нанесенный материал не просохнет.

Внутримышечное введение. Материал вводят в толщу мышцы, чаще в мышцу бедр. Для этого удобно захватить мышцу указательным и большим пальцами левой руки; правой рукой под прямым углом вводят иглу.

При этом способе введения животное следует держать вертикально головой вниз (для перемещения внутренних органов к диафрагме). Иглу вводят в нижнюю часть живота, чуть отступя от средней линии — такое положение уменьшает возможность ране­ния кишечника. Кроликам и морским свинкам предвари­тельно делают небольшую надсечку верхнего слоя кожи. Применяют иглы с короткой бородкой, которые вводят под острым углом. После прокола кожи шприц переводят в горизонтальное положение и уже под прямым углом к брюшной стенке проталкивают иглу до ощущения «прова­ла», затем ее вновь переводят в вертикальное положение и вводят исследуемый материал.

Внутривенное введение. При этом методе выбор вены зависит от вида животного: кроликам материал вводят в краевую вену уха, мышам и крысам — в вену хвоста, морским; станкам — непосредственно в сердце, так как их вены малодоступны для инъекций.

Для внутривенных инъекций используют иглы с длин­ной бородкой. Животные должны быть иммобилизованы. После фиксации животного для лучшего выявления вены кожу протирают ватой, смоченной ксилолом или теплой водой. Можно также пощелкать участок кожи, где распо­ложена вена, кончиками пальцев и прижать вену у корня хвоста или уха — эти манипуляции способствуют набуха­нию вены. Затем экспериментатор левой рукой фиксирует место введения шприцем, находящимся в правой руке, прокалывает кожу и под очень острым углом, почти параллельно вене, вводит иглу срезом вверх. Если игла не попала в вену, то при надавливании поршня ощущается затруднение, и в месте введения появляется белый пузы­рек, образованный жидкостью, попавшей в ткань. В этом случае иглу извлекают и производят новый укол ближе к корню хвоста (если вводят в вену хвоста) или к основанию уха (если вводят в вену уха). При попадании иглы в вену жидкость свободно проходит в нее. После того как материал введен, иглу прижимают немного ниже места укола, накладывают на это место кусок стерильной ваты, после чего иглу извлекают. Место инъекции протирают спиртом или спиртовым раствором йода.

Морским свинкам исследуемый материал вводят в сердце. Для этого двумя пальцами левой руки прощупыва­ют сердечный толчок и через межреберный промежуток вкалывают иглу в место толчка. При попадании иглы в сердце в шприце показывается кровь, и тогда вводят весь материал.

При инъекциях, особенно в ток крови (в вену, в сердце), вводимая жидкость должна быть свободна от пузырьков воздуха, которые могут вызвать газовую эмболию.

Введение через пищеварительный тракт. Существует несколько способов перорального (через рот) заряжения. Самый простой из них — это примешивание исследуемого материала к пище животного. Этот способ хорош тем, что близок к естественному, однако в этом случае трудно учесть количество вводимого материала. Второй способ — введение материала в желудок с помощью зонда, диаметр и длина которого зависят от вида животного. Вводить зонд следует после того, как в рот животного вставлен роторасширитель. Предварительно зонд смазывают вазе­лином. Когда введенный зонд достигает носоглотки, в рот вливают несколько капель воды и в момент глотания продвигают зонд. Правильно вставленный зонд должен продвигаться легко и свободно. После того как трубка достигнет желудка, через наружный ее конец шприцем без иглы вводят нужное количество исследуемого матери­ала. Третий способ — закапывание шприцем с иглой. Для этого животное фиксируют в вертикальном положении, открывают рот пинцетом или надавливая двумя пальцами на щеки и вводят исследуемый материал по каплям, причем каждую каплю вводят только после того, как животное проглотило предыдущую. Такое медленное вве­дение необходимо для устранения возможности попадания жидкости в дыхательные пути. Наконец, исследуемый материал можно вводить в пищевод при помощи шприца с иглой, имеющей на конце оливу. Диаметр иглы должен быть 1 мм, длина зависит от вида животного: 30—40 мм для мышей, 70—80 мм для крыс и т. д.

При таком способе введения животное фиксируют также в вертикальном положении, открывают ему рот пинцетом и вводят иглу, ведя ее по задней стенке зева, затем переводят иглу в вертикальное положение и очень медленно вливают жидкость.

Введение через дыхательные пути. Интраназально (че­рез нос) заражение проводят двумя различными способа­ми. Наиболее простым способом является закапывание исследуемого материала через нос шприцем (чтобы не поранить слизистую оболочку, пользуются тупой иглой). Заражение осуществляют под легким эфирным наркозом; к носу прикладывают вату, смоченную эфиром, под действием которого животное начинает глубоко дышать, втягивая при этом вводимый материал.

Второй способ — закапывание исследуемого материала в ноздри пипеткой (по каплям); при этом способе животное фиксируют брюшком вверх.

Введение в глаз. Вводить материал можно несколькими способами. Производят заражение через конъюнктиву. Для этого, придерживая веко, пипеткой закапывают в глаз исследуемый материал (1—2 капли). Второй способ — субконъюнктивальный. Материал вводят тонкой иглой под конъюнктиву. Этим путем можно ввести 0,1—0,2 мл. Третий способ — введение материала в скарифицирован­ную роговую оболочку; при этом способе животное необходимо фиксировать. Глаз прижимают пинцетом, роговую оболочку скарифицируют концом скальпеля или обычной иглой; в скарифицированную роговую оболочку тонким стеклянным шпателем или ватным тампоном вти­рают исследуемый материал. Этот способ применяют большей частью при опытах на кроликах и собаках, реже на морских свинках и других животных.

Таблица 9.

Схема введения инфицированного материала животным

Источник