Способы мечения лабораторных животных (часть 2)
Ампутацию пальцев следует проводить под наркозом по среднему суставу, чтобы избежать кровопотери. Нумеруют по ходу часовой стрелки следующим образом. Зверька фиксируют в руке таким образом, чтобы брюшко было обращено к экспериментатору. В таком положении наружный крайний палец (мизинец) правой задней лапки (ступни) принимается за № 1, а большой палец (крайний внутренний) за № 5. Кроме указанного на рис. 12 способа, можно брать сочетание двух отрезанных пальцев на правой задней лапке, что позволяет довести нумерацию до № 9 (например, № 6 составит при ампутации фаланг 1-го и 5-го пальцев, № 8 — 3-го и 5-го пальцев). Таким же способом на левой задней лапке проводят нумерацию, отсчитывая десятки: мизинец № 10, 2-й палец левой задней — № 20, 3-й — № 30 и т.д. По возможности следует воздерживаться от ампутации пальцев на передних лапках, в которых грызуны удерживают корм. Ho если возникнет в этом надобность, то наружный крайний палец правой передней лапки принимается за № 100, а четвертый внутренний палец (передняя лапка грызунов имеет четыре пальца) — за № 400. Сочетанием двух ампутированных пальцев правой передней лапки доводят счет до 700 (например ампутация 1-го и 2-го пальцев составит № 300, 3-го и 4-го — № 700). Ампутация внутреннего пальца левой конечности принимается за № 800, а 2-го пальца — № 900, 3-го — № 1000 и 4-го — № 1100. Следует иметь в виду, что не все лабораторные грызуны имеют одинаковое число пальцев на передней и задней лапках. Например у морских свинок на передней конечности 4, а на задней — 3 пальца.
Метки у лабораторных животных можно проводить также сочетаниям ампутаций конечных фаланг пальцев с надсечками (проколами) ушных раковин и с ампутациями фаланг пальцев.
Можно метить лабораторных животных, в том числе и новорожденных, с помощью колец (жетончиков, бляшек и номеров) из мягкой белой жести, которые прикрепляют на ушах или лапках. Номера на кольца (бляшки) наносят заточенной деревянной палочкой (спичкой), макая ее в специально приготовленные чернила. Чернила готовят таким образом: к 10 мл насыщенного раствора медного купороса прибавляют 2 мл концентрированной серной кислоты.
Для маркировки эмбрионов многоплодных животных разработан специальный прием, заключающийся во введении под кожу окрашенной массы. К 10 г безводного ланолина добавляют 3 г черной туши, 0,5 мл (5000 ЕД) раствора пенициллина или другого антибиотика. У крыс из-за прозрачности плодного пузыря эта процедура крайне проста. Метка после рождения крысенка хорошо заметна в виде пятна или полоски; у животных, покрытых шерстью, метку можно рассмотреть, собрав кожу в складку и осветив ее лампой.
Источник
Способы мечения лабораторных животных
Цель занятия.Изучить способы мечения животных разных видов. Научиться чтению меток, нанесенных различными способами.
Методические указания. Мечение — это присвоение и нанесение на тело животного различными способами числовых меток, обозначающих индивидуальный номер животного. Своевременное мечение способствует контролю физиологического состояния , продуктивности, проведению качественной оценки отдельных групп животных.
В условиях промышленной технологии необходимо, чтобы отличительные знаки (цифры) на животных были хорошо на значительном расстоянии без их фиксации, сохранность номера обеспечивалась на протяжении всей жизни животного. Существуют различные методы мечения сельскохозяйственных животных. Наиболее распространено мечение ушными и ножными бирками, татуировкой, выщипами на ушах, ошейниками, органическими красками, таврение на крупе с помощью жидкого азота.
Номера присваивают новорожденному молодняку в первый день рождения с оформлением акта на оприходование приплода.
У крупного рогатого скота и свиней при мечении татуировкой нумерацию начинают с 1 по 9999, затем номера повторяют. Если использовать другие способы мечения животных, то максимальное число номера будет зависеть от выбранного способа; например, ключи для выщипов имеют существенные различия между собой для разных видов животных. Для того, чтобы номера не повторялись, их необходимо закрепить за отдельными фермами на перспективу, с учетом ежегодного выхода молодняка.
В овцеводстве индивидуальные номера ежегодно начинают с единицы. Перед индивидуальным номером ставят год рождения (последняя цифра года). Например: ярке 2005 года рождения за номером 249, родившейся от матки 474, на правом ухе ставят номер 5249, а на левом — номер ее матери — 474.
Татуировка животных — один из наиболее распространенных способов мечения. Метку делают татуировочными щипцами, которые имеют острые выступы. Номера ставят на внутренней поверхности уха, на вымени коров.
Место мечения протирают тампоном, смоченным в мыльном растворе, и дезинфицируют. После прокола внутренней поверхности уха появляются ранки, в которые втирают специальную мастику или тушь (черную или цветную). Черную тушь применяют для светлой кожи, цветную — для черной кожи.
Рис. 1. Набор инструментов для мечения животных татуировкой
Теленку в первый день после рождения присваивают индивидуальный номер, который ставят татуировочными щипцами на правое ухо.
Во ВНИИ коневодства разработана технология мечения лошадей татуировочными щипцами на слизистой оболочке нижней губы лошади. Рекомендовано татуировать жеребят чистокровной верховой и рысистых пород перед отъемом в возрасте 5 — 6 месяцев, применяя для этого малые татуировочные щипцы, используемые для мечения ягнят и поросят.
Поросятам в первый день после рождения на левом ухе ставят гнездовой и внутригнездовой номера, а в возрасте до 2 месяцев (не позднее дня отъема) — на правом ухе индивидуальный номер. Отсчет гнездовых номеров в хозяйстве ведут ежегодно, начиная с 1 января с единицы.
Рис. 2. Мечение свиней татуировкой:
1 — внутригнездовой номер; 2 — гнездовой номер; 3 — индивидуальный номер
При мечении овец татуировкой, ежегодно инвентарные номера начинают с единицы. Первая цифра обозначает год рождения, последующие — инвентарный номер. Если ягнят пометить татуировкой в первые дни после рождения, то через некоторое время номер плохо виден. Поэтому ягнятам сначала прикрепляют бирки, а при отбивке или в годовалом возрасте их татуируют, повторяя те же номера.
Татуировка — основной метод мечения кроликов. На правое ухо кролика ставят порядковый номер, ежегодно начинающийся на каждой ферме с единицы. На левое ухо наносят номер, в котором первая цифра соответствует месяцу, вторая — последней цифре года рождения кролика, третья — номеру отделения или бригады. Крольчат метят при отсадке их от маток.
Мечение животных выщипами. Для выщипов на ушах подготавливают внутреннюю, внешнюю поверхность и на краях специальными щипцами вырезают участки кожи с хрящом; дыроколом выбивают отверстия в середине. Каждый выщип обозначает определенную цифру. Разработаны ключи к постановке и чтению номеров выщипами у крупного рогатого скота, свиней, овец (рис. 3, 4, 5, табл. 1).
Рис. 3. Мечение крупного рогатого скота выщипами на ушах:
a) — ключ для мечения скота по М.Ф. Иванову;
б) — ключ для мечения скота, рекомендуемый МСХ
Рис. 4. Ключ для мечения свиней
Рис. 5. Ключ для мечения овец
Таблица 1 — Ключ для мечения животных выщипами
При бонитировке овцам делают выщипы, которые соответствуют определенному классу (рис.6).
Рис. 6. Мечение чистопородных овец выщипами:
1 — элита; 2 — I класс; 3 — II класс
Суточных цыплят можно метить дыроколом, пробивая им перепонки между пальцами. Таким способом можно сделать 16 различных меток (рис. 7).
Рис.7. Мечение суточных цыплят дыроколом на перепонках ног
Мечение бирками. Нашло широкое применение мечение животных пластмассовыми бирками. Чаще используют пластмассовые бирки на промышленных комплексах и в специализированных хозяйствах (рис. 8, 9).
Рис. 8. Мечение крупного рогатого скота
Рис. 9. Мечение свиней
Бирка прикрепляется к уху следующим образом. Дыроколом для пробивки отверстий при мечении выщипами пробивают отверстие в ухе как можно дальше от края, избегая мест с крупными кровеносными сосудами. В отверстие с наружной стороны вставляют ножка бирки, а с внутренней стороны на ножку надевается фиксирующее закрепительное кольцо. Часто используются щипцы, с помощью которых просечка отверстия в ухе и навешивание бирки выполняются одновременно.
Для мечения птицы применяют крыловые метки — узкие, тонкие алюминиевые пластинки с номером и заостренным концом. Кожу растянутого крыла прокалывают между пястью, лучевой и локтевой костями против сустава, не задевая кровеносных сосудов. Так обычно метят молодняк после вывода, метка остается в крыле птицы на всю жизнь и служит индивидуальным номером. Используется также мечение птицы ножными кольцами (рис. 10).
Рис. 10. Мечение птицы различными бирками
По сравнению с другими методами мечения бирки имеют следующие преимущества: номер животного отчетливо виден на расстоянии; мечение бирками легче и быстрее, чем татуировкой и выщипами. Бирки разного цвета позволяют дифференцировать стадо на отдельные группы.
Мечение при помощи ошейников. Получило широкое распространение для мечения крупного рогатого скота. Уже в 16-18-месячном возрасте рекомендуется надевать ошейники ремонтным телкам. После перевода нетелей на молочный комплекс ошейники заменяют на новые, большего размера. Ошейник выполнен из кордорезины, на котором прикреплены пластмассовые пластинки разных цветов, крепится внизу ошейника болтом, соединяющим его свободные концы, и зажимается гайкой с «барашком» (рис. 11).
Рис. 11. Мечение ремонтных телок с помощью ошейников (слева)
Мечение коров с помощью ошейников цветными бирками (справа)
Рис. 12. Ошейник для автоматической привязи, фиксации и маркировки животных:
1 — ошейник с индивидуальным номером; 2 — болт, шайба и гайка;
3 — соединительное кольцо; 4 — металлическая цепь подвески;
5 — крючок и шайба, удерживающие резиновый грузик на подвеске; 6 — резиновый грузик.
Мечение животных с помощью низких температур. Этот метод мечения основан на воздействии холода на волосяные луковицы, в которых разрушаются пигментные клетки, обусловливающие окраску волос. По контуру наложения охлажденных цифр кожа замерзает. Через полторы-две минуты после снятия прибора кожа оттаивает, и темный пигмент клеток волосяной луковицы — меланин — прекращает вырабатываться. Через несколько дней по контуру коротко остриженные остатки волос выпадают, на их месте начинает расти белый волос, дающий четкое изображение цифр, сохраняющихся в течение всей жизни животного.
Процесс мечения производится следующим образом: на месте таврения волосы тщательно выстригают. Очищенный участок кожи обильно смачивают при помощи ватного тампона денатуратом, этиловым или изоамиловым спиртом. Запрещается применять спирт, разбавленный водой, так как образующийся между поверхностью охлажденных цифр и кожи лед исключает глубокое замораживание кожи, что снижает качество таврения. Таврение производится путем накладывания с небольшим усилием охлажденных до температуры — 196 0 (с помощью жидкого азота) тавр на приготовленный участок кожи животного (рис. 13).
Рис. 13. Прибор для мечения животных холодом
Время выдержки охлажденных тавр на участке кожи составляет:
для жеребят полукровных пород 6 — 7-месячного возраста — 25-30 сек.;
для жеребят местных и тяжеловозных пород в возрасте 6 — 7 месяцев и телят с 10-дневного до 5-месячного возраста — 30-40 сек.;
для лошадей старших возрастов и телят старше 5 месяцев — 40-50 сек.;
для крупного рогатого скота старше полутора лет — 50-60 сек.
Мечение с помощью выжигания номера на рогах. Выжигание номера проводят с помощью специальных раскаленных клейм, на концах которых имеются цифры от 0 до 9 или с помощью прибора ПК-1 (рис. 14).
Рис. 14. Набор инструментов для выжигания номеров на рогах животных
Мечение животных органическими красками. Для мечения крупного рогатого скота применяют химическую краску (урзол). На волосяной покров животных наносят кисточкой. В течение 5-10 мин. окрашенный волос становится черным и остается таким до выпадения. Этот метод рекомендуется при выращивании ремонтного молодняка крупного рогатого скота, особенно на фермах и комплексах по выращиванию нетелей.
Метки у овец на шерсти ставят на наименее ценных частях тела (затылок, щека, круп). Для мечения применяют специальные краски, приготовленные на ланолине. Запрещается использовать масляные краски, так как шерсть приобретает дефект «тавро».
Задание 1. Охарактеризовать методы мечения, применяющиеся для животных разных видов и недостатки каждого из них.
Задание 2. Ознакомиться на практике с различными инструментами, использующимися для мечения животных.
Задание 3. Методом выщипов проставить индивидуальные номера для крупного рогатого скота: 592, 377, 249, 985, 1258, 1657, 1890, 2176, 2345, 2877;
Для свиней: 2896, 3549, 6532, 9854, 12378.
© ФГОУ ВПО Красноярский государственный аграрный университет
Источник
группа компаний «ВИВАРИЙ»
МАРКИРОВКА И ИДЕНТИФИКАЦИЯ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ
Рыбакова А.В. — руководитель службы ветеринарии, к.в.н.,
Макарова М.Н. — д.м.н., профессор
Санкт-Петербургский институт фармации
РЕФЕРАТ
Основная цель этой статьи заключается в оказании помощи ученым в выборе более надежного и подходящего метода маркировки и идентификации лабораторного животного для проведения научно-исследовательской работы. В любом исследовании индивидуальный идентификационный номер животного является строго необходимым для связи этапов выполнения: работа с животными на протяжении всего эксперимента, работа с образцами от животных (органы, биологические жидкости и пр.). Также целью данной статьи было представить обновленную информацию о методах, используемых для маркировки грызунов в различных ситуациях. Процедура маркировки является необходимым условием для проведения исследования на высоком уровне, так же имеет большое значение и степень инвазивности метода. Кроме этого, необходимо провести оценку длительности эксперимента и этической составляющей способа маркировки и выбрать подходящий метод.
В статье рассмотрены как традиционные методы, так и новые подходы для маркировки и идентификации животных. В идеале, метод маркировки должен обеспечить уверенную идентификацию животного, быть технически легко выполнимым, не оказывать неблагоприятного воздействия на животных.
Ключевые слова: Благополучие животных, биопсия, идентификация, определение грызунов, носок отсечение.
ВВЕДЕНИЕ
Здоровье и благополучие животных является основной целью Европейской Ассоциации Науки о лабораторных животных (FELASA). Ассоциацией была создана рабочая группа по вопросу маркировки и идентификации лабораторных животных, целью которой являлась передача опыта о методах маркировки и оценка их влияния на благополучие животных. Новая директива 2010/63 / ЕС не дает представления о методах маркировки животных. Это означает, что выбор метода маркировки зависит от национального законодательства.
Наличие индивидуальной идентификации является необходимым условием для проведения исследований с использованием животных.
Существует широкое разнообразие способов маркировки животных, однако влияние каждого способа маркировки по отношению к животному различно.
В связи с этим не стоит забывать про улучшение и разработку новых методов. Выбор метода маркировки зависит от традиций каждой страны, лаборатории. При проведении опросов в 2007 году на базе институтов были получены данные, что в США, Канаде и Европе в основном используется методика маркировки при помощи выщипов на ушах и использование ушных клипс. Наименее широко используются микротату на ушных раковинах.
Все методы маркировки, как правило, однократные процедуры, что позволяет минимизировать в дальнейшем при использовании животных страдание, дискомфорт, боль.
Процедура маркировки является самой первой процедурой, которой подвергаются животные, например, сразу при отъеме от матери или даже ранее.
В ряде работ при оценке состояния животных с помощью комбинаций физиологических и поведенческих тестов были отмечены долгосрочные негативные последствия после проведения процедуры маркировки, такие как высокая смертность, системные заболевания, раздражение кожных покровов, воспаление, покраснение [4,7]. Таким образом, в оценку влияния конкретного метода маркировки следует включать, как острое непосредственное влияние, так и хроническое опосредованное влияние, связанное с процедурой. Следует учитывать легкость выполнения процедуры, степень читаемости, устойчивости маркировки в течение долгого времени
Инвазивные методы маркировки требуют более длительного периода восстановления животного перед исследованием. Например, в результате нанесения тату появляется отек и кровоточивость в результате прокола. Использование обезболивания и наркоза сокращает период восстановления после инвазивных и болезненных процедур. В связи с очень маленьких размером тела лабораторных животных тяжело использовать местные анестетики/анальгетики. Ингаляционная анестезия считается необходимой для облегчения острой боли во время процедуры маркировки. Для устранения послеоперационной боли, ингаляционная анестезия должна сочетаться с обезболиванием.
Необходимо каждый раз совершенствовать методы маркировки с целью облегчения страдания, которому будет подвергнуто животное до и после проведения процедуры маркировки. Кроме того успех любого метода зависит от подготовки лица который будет выполнять процедуру и от качества инструментов с помощью которых будет выполнена процедура. В этом обзоре рассмотрены методы маркировки:
• Инвазивные, не используемые для генотипирования
• Инвазивные, используемые для генотипирования.
Для проведения исследований во всех странах широко используются грызуны 95% [8], большинство описанных методов используются для крыс и мышей, а также могут быть применимы для морских свинок, хомяков, песчанок и шиншилл.
Инвазивные методы маркировки
Подкожное введение чернил
Подкожная инъекция чернил отличается от татуировки тем, что чернила вводят под кожу, а не в слои кожи. Все субстанции, введенные подкожно исчезают из подкожного депо.
Чернила также исчезают через некоторое время (от нескольких часов до нескольких дней).
Способ обеспечивает ограниченные возможности нумерации, хотя могут быть использованы различные цвета.
Эта процедура состоит из двух болезненных компонентов – инъекция и раздражение после введения вещества. Для того чтобы уменьшить боль следует избегать использования токсичных или раздражающих веществ. Наиболее распространенные места инъекций – подушечка лапы и хвост. Однако исследователями сообщалось, что отек после введения вещества вызывает сильную боль у животного [10]. Эта процедура требует фиксации животного и обучение персонала. Так же при считывании маркировки необхо-димо каждый раз фиксировать животное, что вызывает дискомфорт и стресс.
Этот метод может быть использован в животных всех возрастов, в том числе новорожденных. Ограничивает применение метода короткий период сохранения маркировки
Ушные бирки
Ушные бирки изготавливаются из металла или пластика. Они прикрепляются к уху с помощью специальных щипцов. Метки доступны в различных размерах, которые могут использоваться для различных видов животных, предварительно пронумерованные, что позволяет идентифицировать очень большое количество животных. Специальные щипцы с меткой крепят на видимую поверхность ушной раковины. Метки должны быть прикреплены к основанию ушной раковины (рисунок 1, 2), что позволяет предотвратить сгибание ушной раковины, которое в дальнейшем может вызвать раздражение и страдание у животного. Правильное крепление облегчает считывание метки при маркировке животного. Состояние ушных раковин должно постоянно проверяться персоналом по уходу за животными. При повреждении и развитии воспалительной реакции, метки должны быть немедленно удалены.
Рис. 1. Правильное расположение металлической бирки
Рис.2. Неправильное расположение металлической бирки, высок ий риск раздражения, дискомфорта
Этот метод маркировки является недорогим, легким и быстровыполнимым. Существует некоторый риск, что животное может потерять терять бирку. При проведении процедуры необходимо учесть, что ушная раковина не полностью развита до двухнедельного возраста и имеет недостаточную поверхность, чтобы вместить бирку. Данный метод маркировки следует проводить не ранее, чем после отъема от матери. Кроме того при проведении опытов с использованием магнитно-резонансной томографии (МРТ), металлические ушные бирки должны быть удалены, поскольку они будут мешать. Способ является болезненным и требует надлежащей фиксации животных и, следовательно, это причинит боль и дискомфорт, но в течении короткого времени.
Инвазивные методы постоянной маркировки, без возможности получения образца ткани для ДНК анализа
Методы татуировки
Некоторые части тела у грызунов, такие как уши, хвост, подошва и подушечки пальцев могут быть использованы для маркировки при помощи нанесения татуировки.
Процедура включает внутрикожное введение чернил для татуировки с помощью инструмента для татуировки . Чувствительность части тела, где будет нанесена татуировка, изменится. Чернила должны быть введены в дерму, под эпидермис (верхний слой кожи), чтобы создать постоянный резервуар чернил. Кожный барьер при этом нарушается из-за химического влияния соединений содержащихся в чернилах. Это создает два типа рисков: те, которые связаны с токсичностью и те, которые могут повлиять на исследование. Татуировочные иглы всегда должны быть чистыми (асептическими), острыми и регулярно заменяемыми. Пигменты, входящие в состав чернил, как правило, являются минералами, на органической основе. Вещества, которые являются токсичными или которые могут повлиять на результаты исследований не должны использоваться. Татуировка является постоянным методом маркировки, но чернила могут поблекнуть и становятся неразборчивыми со временем. Число возможных комбинаций идентификаций может варьироваться в зависимости от цвета чернил и комбинаций мест введения. В целом, процедура нанесения татуировки требует обучения, прежде чем она может быть выполнена должным образом.
Guillod и Jensen (1990) [17] обнаружили, что чернила татуировки вызывают фиброз в районе поглощения чернил и в региональных лимфатических узлах. Соренсен и др. [18] обнаружили цвет чернил в фекалиях 20-дневных щенков мыши после проведения процедуры маркировки методом микротату.
Татуировка уха
Этот метод требует, что бы ушные раковины были полностью развиты, хорошей фиксации головы животного для избегания боковых движений и нежелательных повреждений тканей при процедуре. Фиксация также необходима для считывания татуировки.
Рис. 3. Оборудование необходимое для нанесения ушной татуировки у грызунов
Наилучшим методом является система микротату, включающая в себя парные щипцы с одноразовой иглой для инъекций на одном боку и резервуаром с чернилами на другом боку. Процедура выполняется через увеличительное стекло (рис. 3). Идентификация состоит из комбинаций точек, которые позволяют создать большой диапазон системы нумерации. Уши являются очень чувствительными органами, и, следовательно, нанесение татуировок умеренно болезненно. Были проведены исследования на взрослых крысах, с использованием телеметрических датчиков, процедуру маркировки выполняли тремя различными способами; татуировка уха, перфорация уха и микротату. Были получены данные, свидетельствующие о существенном повышении артериального давления у крыс которым выполняли процедуру маркировки методом перфорации уха, эти животные испытывали боль даже спустя 16 часов после процедуры [15].
Татуировка хвоста
Татуировка на хвосте может быть выполнена двумя различными путями: системой микротату или электрооборудованием для татуировки (аналогично тому, который используется для человека). Систему микротату следует применять только у молодых животных, прежде чем про-изойдет окостенение хвоста (окостенение происходит между 2 и 3-недельным возрастом) [16]. Этот метод позволяет комбинировать бесконечные суммы чисел, но нуждается в некоторой предварительной подготовке для того чтобы правильно идентифицировать применяемые цифры/буквы. Недостатками метода является боль, необходимость фиксации и длительность процедуры, а также шум и вибрация при нанесении татуировки с использованием машины для татуировки.
Альтернативой использования машины для татуировки является использование пинцета. Это делается вручную, что ограничивает возможности по количеству нанесенных чисел Недостатками ручного метода с использованием пинцета также является боль, степень которой, зависет от мастерства лица, осуществляющего процедуру.
Татуировка подошвы и подушечек палец
Система микротату также может быть использована, чтобы нанести тату в подушечку палец или подошву стопы путем вставки иглы через кожу конечностей (рисунок 4). Игла не должна быть вставлена через весь палец или конечность. Важным преимуществом этого метода является возможность для идентификации животных всех возрастов, даже тогда, когда пальцы новорожденных еще не разделены.
Рис. 4. Нанесение татуировки на подушечку пальца
Как альтернативное оборудование может быть использован пинцет, так же как и для татуировки хвоста. Данный метод маркировки считается болезненным, но используемая игла данного метода может быть адаптирована к размеру тела животного.
Микрочипирование
Для данного метода используются электронные радиочастотные транспондеры, которые широко известны как микрочипы, и являются высокоэффективным методом идентификации. Микрочип вводиться подкожно животному, дальнейшее считывание производиться при помощи считывателя, который отображает информацию (число) от микрочипа. Микрочип имплантируют в область шеи, через специальный шприц. Система микрочипа является постоянным методом идентификации и позволяет идентифицировать бесконечное число животных. Большинство считывателей может быть подключено к компьютеру, что дает возможность собирать различные данные от определенного животного и передавать их непосредственно к базам данных. Микрочип имеет преимущество перед другими методами в том, что ошибки идентификации исключены. Риск перемещения, исчезновения, поломки относительно мал. Rao,Edmondson в 1990 провели мониторинг 140 имплантированных мышей в течение двух лет, и обнаружили, что 2% мышей потеряли свои чипы, и у 2,8% чипы не передавали данные.
Рис. 5. Виды чипов
Время для введения микрочипа зависит от размера и веса тела животного, а не возраста. Большие чипы (12,2 мм) наиболее пригодны для животных массой 50 г и должны быть использованы после отъема у крыс. Меньшие чипы (6,1 мм) больше подходят для мышей (рисунок 5). Ингаляционный наркоз необходим для проведения имплантации, так в дальнейшем при помощи металлических скоб необходимо закрыть рану. Для правильного применения и правильного позиционирова-ния чипа, рекомендуется пройти обучение. В общем, при считывании нет необходимости фиксировать животное, достаточно просто поднести считыватель к телу животного, чтобы получить идентификационный номер. Производитель самого маленького микрочипа (6,1 мм) утверждает, что он может быть использован у мышей с пяти дневного возраста. Однако, недавнее исследование на пятидневных щенках мышей показали, что имплантация микрочипа (размер 6,1 мм) вызывает сильные болевые реакции, такие как резкие движения, мочеиспускание и вокализация, по сравнению с дистальном удалением фаланги или татуировкой подушечки стопы [20]. Авторы рекомендовали использовать микрочипы только после отъема.
Среди недостатков чипирования необходимо также отметить, что они могут вызвать воспаление и рост фиброзной ткани, а в долгосрочной перспективе, увеличивают риск появления опухоли. Причинно-следственная связь между имплантацией микрочипа и рака описана у крыс и мышей. В пяти из восьми статей сообщается, что у 0,8 — 4,1% лабораторных мышей и крыс были обнаружены злокачественные опухоли вокруг или вблизи имплантации микрочипа [22]. В одном из этих восьми исследований, была использована генетически модифицированная линия p53þ / 2 мышей, которые были склонны к развитию рака, и у 10,2% мышей были обнаружены злокачественные опухоли [5], и в ряде случаев метастазы. Опухоли, были обнаружены на второй год исследований, в среднем возрасте животных и старше. Проведенные исследования на гетерозиготных p53þ / 2 мышах показали наличие быстрорастущих раковых опухолей, ранее шестимесячного возраста [5]. Таким образом, имплантация микрочипа, по-видимому, повышает риск развития опухолей. Это важно иметь в виду при проведении длительного исследования рака на крысах или мышах.
Данный вид идентификации является самым дорогим методом (затраты на приобретение считывателя и сами микрочипы). И, наконец, разные типы микрочипов передают данные на разных длинах волн и, следовательно, требуют разных считывателей. Это необходимо предусмотреть перед транспортировкой животных в другие лаборатории.
Инвазивные постоянные методы маркировки, с возможностью забора образца ткани для анализа ДНК.
Перфорация уха
Данный метод маркировки считается очень простым, как при выполнении, так и при считывании, так как травмирование животного сводиться к минимуму. Процедура применима ко всем грызунам и требует применения специального оборудования – перфоратора. Выбор перфоратора является чрезвычайно важным. Расположение отверстий должны быть точным и сделано в соответствии с системой идентификации. Остаток ткани может быть использован для генотипирования. После каждого использования перфоратор необходимо полностью очистить от остатков тканей, чтобы избежать каких-либо кросс-контаминаций ДНК. Маркировка может быть прочитана с расстояния, следовательно, отсутствует необходимость извлекать животное из клетки. При помощи перфоратора можно идентифицировать несколько сотен животных в лаборатории. Исследователями сообщалось [23], что ушная раковина может зарастать. Данный вид маркировки является болезненным, требует фиксирования животного, следовательно, они будут страдать от комбинации боли и дискомфорта. Для успешного выполнения методики необходимо научиться правильно выполнять ее. По данным Cinelli и др. (2007) [3], при выполнении маркировки этим методом сердечный ритм, двигательная активность и температура тела вернулся к нормальному уровню через один час после проведения манипуляции. [15 ].
Дистальное удаление фаланги
Дистальное удаление фаланги выполняется острыми ножницами у щенков мышей примерно в семидневном возрасте. Разрез проводится через дистальную часть второй фаланги (рисунок 6), чтобы удалить весь ноготь. У взрослых животных идентификация определяется как отсутствие пальца на лапе. Метод был использован на крысах, но не рекомендуется из-за нарушения прочности сцепления [25]. Таким образом, способ будет применим только для мышей.
Рис. 6. Удаление фаланги
Для проведения манипуляции необходимо зафиксировать щенка в области шеи, и удерживать ногу, на которой будет произведена резекция фаланги.
Кроме того, необходимо, избегать резких движений, которые могли бы привести к травматизму. Ножницы должны небольшими (например, глазные микрохирургические) быть стерильными и острыми, для минимизации рисков неблагоприятного воздействия на семидневного щенка. Удаленная фаланга может быть использована для проведения анализа ДНК (данного количества ткани достаточно для полимеразноцепной реакции). Самцам и самкам в одном помете может быть использована одинаковая комбинация, так как они могут быть разделены по полу. Это может уменьшить количество фаланг, которые нужно будет удалять. Чтение маркировки (отсутствие ногтя или кончика пальца на лапе) требует, чтобы животное взяли из клетки и поставить лапы на поверхность, так, чтобы была возможность исследовать лапу. Иногда фиксация может быть необходима. Данный метод маркировки является постоянным и при правильном выполнении его можно использовать очень длительное время. Дистальное удаление фаланги должны выполняться только на очень молодых животных [26]. Авторами было обнаружено, что удаление фаланги на 7 день было более предпочтительным, чем на 3 день, так как в более раннем возрасте было трудно вырезать правильное количество, так как пальцы были очень малы. Castelhano-Carlos и др.[20] успешно выполнили удаление дистальной фаланги на пять дневных щенках. Уже в 12-дневном возрасте щенки становятся очень активными и выполнить точно манипуляцию становиться затруднительно. Неполное удаление дистальной фаланги может привести к повторному отрастанию отрезанного участка [27 – 30]. Необходимо полностью удалять ногтевое ложе, чтобы избежать отрастания. После 18 дня фаланги окостеневают, и проведение манипуляции становиться очень болезненным [31]. Следовательно, проведение резекции в возрасте 5 — 7 дней (с учетом, что день рождения, день 0) является предпочтительным сроком для удаления фаланги для идентификации и генотипирования мышей. При правильном выполнении манипуляции щенки отреагируют только отдергиванием лапы на проведенную манипуляцию [20, 26]. Капля крови, выделенная после резекции не приведет к дальнейшему кровотечению [26]. Данный метод маркировки не влияет на подъем и способность цепляться в клетке содержания.
Сегодня этот метод постоянной маркировки у щенков мышей является преимуществом, так как одновременно можно произвести отбор проб одновременно ткани для генотипирования. Ранний отбор и генотипирование сокращает затраты на содержание животных. Рабочая группа FELASA рекомендует использовать этот способ только в сочетании с генотипированием и исключительно для молодых щенков мышей.
Новые методы
Первый экономически доступный способ описан в 2010 году — это модификация классической бирки – мини ушные бирки http://www.zonotid.com/. Альтернатива традиционным ушным биркам представляет собой легкую пластиковую бирку (0,07 г), который имеет 2D штрих-код. Его прикрепляют на ушную раковину аналогично традиционным биркам.
Этот тип бирки легче и, следовательно, должен снизить риски инфекций или воспаления в ухе, вызванном раздражением от бирки. Кроме того, пластмассовый материал снижает риск проявления аллергической реакции на бирку. Эти виды бирок для уха становятся доступными на рынке.
Микротранспондер-чип
Это новый метод с радиочастотной идентификации, с использованием микротранспондерного чипа при помощи имплантации подкожно в ухо или хвост мышей. Основные преимущества использования света активированного микротранспондера в сравнении с другими методами идентификации являются их малый размер, что сводит к минимуму нагрузку на животных при имплантации.
Биометрическая идентификация лабораторных грызунов
Этот новый метод использует шаблон строения кровеносных сосудов уха животного, аналогично отпечаткам пальцев. Данный метод может быть использован после отъема, когда уши будут полностью развиты. Информация заносится и хранится в специальной базе данных.
Люминесцентные микротатуировка(LMT)
С помощью этого метода, очень маленькие люминесцентные пигменты наносятся на кожу животного, например, на основание хвоста или уха, в виде точек. Манипуляция выполняется помощью микро-иглы с закодированным массивом пигментов для одноразового использования. Каждый массив представляет только один код. Игла проникает в кожу животного, и оставляет пигмент в виде кода, ,который можно прочитать сканером.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Выбор метода маркировки и идентификации должен основываться на научных данных, а не личных мнений и традиций. Несомненно, необходимы дальнейшие исследования, чтобы тщательно оценить влияние различных методов маркировки и внедрению нового метода должна предшествовать детальная научная оценка.
• метод идеально должен подходить для маркировки, должен надежно обеспечить индивидуальный идентификационный номер, не иметь негативного влияния на животное, и технически легко выполняться;
• выбор метода маркировки зависит от вида, возраста и размера животного;
• метод не должен повлиять на результаты научно-исследовательских работ;
• предпочтительно использование долгосрочных неинвазивных методов маркировки.
Все новые методы имеют преимущества с точки зрения благосостояния животного и рекомендуются к применению, хотя их наличие (и применимость) ограничена. На сегодняшний день микрочип единственный доступный метод поддерживающий передачу информации «онлайн» на компьютер.
Важным направлением для дальнейшего исследования является использование обезболивания / анестезии во время и после процедуры маркировки.
Длительная боль может иметь большее неблагоприятное влияние на благосостояние животных, чем любая острая боль, испытываемая во время процедуры маркировки.
Marking and identification of laboratory animals for different researches. A. Rybakova, M. Makarova.
ABSTRACT
The primary aim of this report is to assist scientists in selecting more reliable/suitable identification (ID) methods for their studies. This is especially true for genetically altered (GA) animals where individual identification is strictly necessary to link samples, research design and genotype. The aim of this Federation of European Laboratory Animal Science Associations working group was to provide an update of the methods used to identify rodents in different situations and to assess their implications for animal welfare. ID procedures are an indispensable prerequisite for conducting good science but the degree of invasiveness differs between the different methods; therefore, one needs to make a good ethical evaluation of the method chosen. Based on the scientific literature the advantages and disadvantages of various methods have been presented comprehensively and this report is intended as a practical guide for researchers. New upcoming methods have been included next to the traditional techniques. Ideally, an ID method should provide reliable identification, be technically easy to apply and not inflict adverse effects on animals while taking into account the type of research. There is no gold standard method because each situation is unique; however, more studies are needed to better evaluate ID systems and the desirable introduction of new and modern approaches will need to be assessed by detailed scientific evaluation.
Keywords: Animal welfare, biopsy, refinement, rodent identification, toe clipping
ЛИТЕРАТУРА
1. Dahlborn K. Animal Identification for Rodents. Proceedings of the 37th ScandLAS Symposium. -Norway, -2007. Р. 84.
2. Baturaite Z. et al. Comparison of and habituation to four common methods of handling and lifting of rats with cardiovascular telemetry // Scand J. Lab Anim Sci -2005. 32. -ЗР. 137 –48.
3. Cinelli P. et al. Comparative analysis and physiological impact of different tissue biopsy methodologies used for the genotyping of laboratory mice // Lab Anim. -2007. Р.174 –84
4. Baron B.W. et al. Squamous cell carcinomas of the skin at ear tag sites in aged FVB/N mice. Comp. Med . -2005. Р. 231.
5. Blanchard K.T. et al. Transponder induced sarcoma in the heterozygous p53þ/2 mouse. Toxicol. Pathol. -1999. Р. 519 –27.
6. Cover C.E. et al. Ear tag induced Staphylococcus infection in mice // Lab. Anim. — 1989. Р. 229 – 33.
7. Waalkes M.P. et al. Inflammatory, proliferative, and neoplastic lesions at the site of metallic identification ear tags in Wistar [Crl:(WI)BR] rats // Cancer Res -1987. –Р.2445–50.
9. Spangenberg E. Evaluation of identification methods for mice the 44th Congress of the (ISAE). Sweden. -2010. Р. 223.
10. Kitagaki M. et al. Auricular chondritis caused by metal ear tagging in C57BL/6 mice. Vet. Pathol. -2007. -ЗР. 458–66.
11. Kitagaki M. et al. Nylon ear tags for individual identification of guinea pigs. Contemp Top Lab. Anim. Sci. -2004. –Р. 16– 20.
12. Kasanen I.H.E. et al. Comparison of ear tattoo, ear notching and micro-tattoo in rats undergoing cardiovascular telemetry. Lab. Anim. -2011. –Р. 154– 9.
13. Sorensen D.B. et al. The impact of tail tip amputation and ink tattoo on C57BL/6JBomTac mice. Lab Anim. -2007. — ЗР. 19– 29.
14. Rao G.N. et al. Tissue reaction to an implantable identification device in mice. Toxicol. Pathol. -1990. –Р. 412 –6.
15. Castelhano-Carlos MJ. et al. Identification methods in newborn C57BL/6 mice: a
developmental and behavioural evaluation. Lab. Anim. -2010. –Р. 88 –103.
Международный вестник ветеринарии, № 4 2014г.
Источник
