Способ заражения лабораторных животных

Методы заражения лабораторных животных.

Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, пероральный, интраназальный, внутриполостной (в брюшную полость, в грудную полость, в переднюю камеру глаза), внутриорганный (в мозг, в лёгкие).

Способ заражения зависит от вида материала, вида животного, тропизма микроба.

Участок кожи, где проводится манипуляция, обрабатывают в такой последовательности:

· выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть;

· удаляют остатки шерсти депилятором;

· участок кожи подвергают антисептической обработке одним из способов (спиртом, спиртом в смеси с эфиром 1:1, 10% настойкой йода).

Материал вводят с соблюдением правил асептики. При болезненных вмешательствах предварительно проводят анестезию.

Накожный метод.На кожу спины или живота, освобождённую от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.

Внутрикожный метод.Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие («лимонная корочка») не исчезает 3–5 минут.

Подкожный метод.Иглу шприца вводят в основание кожной складки предполагаемого места инъекции. После прокола кожи направление иглы меняют и медленно вводят жидкость – мышам не более 1,0 мл, морским свинкам и крысам –1,5 мл, кроликам –3,0 мл, место введения обрабатывают антисептиком. Следят за тем, чтобы введенный материал не вытекал наружу.

Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. Острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.

Внутривенный метод.Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55 0 С) водой. Материал вводят медленно.

Пероральный метод.Объём жидкости, вводимой перорально, зависит от вида и возраста животного.

Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Процесс введения зонда требует навыков. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине. Продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.

Крыс или мышей помощник фиксирует в вертикальном положении, рот открывают браншами пинцета. Жидкость можно вводить двумя способами: а) шприцем со специальной изогнутой иглой, конец которой утолщен в виде шарика с боковым отверстием; б) шприцем с обычной иглой, на которую насажен тонкий эластичный зонд.

Интраназальный метод.Животное фиксируют, с помощью эфира или хлороформа вызывают состояние лёгкого наркоза. Материал вводят в нос животному маленькими каплями шприцем и иглой с насаженным тонким зондом. Материал можно капать непосредственно на нос животного, контролируя его попадание в носовые ходы.

Внутрибрюшинный метод.Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают антисептиком до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.

Дата добавления: 2015-02-23 ; просмотров: 5526 ; ЗАКАЗАТЬ НАПИСАНИЕ РАБОТЫ

Источник

12.3. Способы заражения лабораторных животных

В зависимости от цели исследования используют различные способы заражения: внутрикожный, подкожный, внутримы­шечный, внутрибрюшинный, внутривенный, пероральный или интраназальный. При перечисленных способах, за исключени­ем перорального и интраназального, заражение осуществляется с помощью шприца.

Взвесь микробной культуры, эмульсию из зараженных ор­ганов или кровь больного осторожно набирают в шприц, после чего конец иглы закрывают кусочком ваты, смоченным 5,0 % раствором хлорамина или спиртом. Повернув шприц иглой кверху, осторожно выпускают из него пузырьки воздуха и вводят содержимое шприца животному.

Внутрикожный способ заражения. При этом способе приме­няют тонкие (№ 18–20) острые иглы с небольшим скосом. Кожу в месте введения материала растягивают I и II пальцами левой руки, правой рукой вводят иглу под очень острым углом, почти касаясь кожи. Конец иглы должен быть виден через эпидермис: при введении материала эпидермис приподнима­ется в виде четко ограниченного бугорка, кожа над ним ста­новится прозрачной и пористой, вследствие чего ее сравнивают иногда с лимонной корочкой. Материал вводят в объеме до 0,1 мл обычно в кожу спины или живота.

Подкожный способ заражения. Кожу в месте введения мате­риала приподнимают I и II пальцами левой руки. Иглу шприца вкалывают в основание образовавшейся складки. Проколов кожу и пройдя вглубь на несколько миллиметров, иглу откло­няют вправо или влево и затем медленно вводят материал, содержащийся в шприце. Изменять направление иглы под ко­жей рекомендуется для того, чтобы введенное вещество не выступало через прокол кожи наружу. Затем складку кожи опускают, на место укола накладывают ватный тампон, смо­ченный спиртом или спиртовым раствором, а иглу быстро вынимают. Наиболее удобными местами для подкожного вве­дения материала у кроликов и морских свинок являются об­ласть спины и боковые поверхности несколько ниже подмы­шечных впадин, у крыс и мышей – область спины, крестца и затылка. Количество жидкости, вводимой подкожно, не долж­но превышать 30 мл для кроликов, 15 мл – для морских сви­нок, 10 мл – для крыс и 1 мл – для мышей.

Внутримышечный способ заражения. Выбирают участок тела с наиболее развитым мышечным слоем. У кроликов, морских свинок, крыс и мышей таким местом является наружная верх­няя треть бедра задней лапы. Захватывают I и II пальцами левой руки толстую мышечную складку и вводят иглу почти под прямым углом в глубь мышц. Объем жидкости, допусти­мый для внутримышечного введения, составляет для кроликов 8 мл, для морских свинок – 5 мл, для крыс – 3 мл, для мы­шей – 0,5 мл.

Внутрибрюшинный способ заражения. Помощник держит жи­вотное вниз головой. В этом положении кишечник смещается в сторону диафрагмы, что в значительной мере уменьшает возможность его повреждения в момент прокола. У животных (за исключением мышей) в нижней трети живота, несколько отступя от средней линии, делают скальпелем или остроконеч­ными ножницами надсечку кожи длиной 2–3 мм и через нее вводят притуплённую иглу, держа шприц перпендикулярно брюшной стенке. Преодолевая сопротивление, очень осторож­но, буравящими движениями иглу продвигают вглубь. Чувство «провала», исчезновение ощущения сопротивления на пути говорят о проникновении иглы в брюшную полость. После этого иглу переводят в вертикальное положение и вводят со­держащийся в шприце материал в полость брюшины. Внутри-брюшинно можно вводить до 30 мл жидкости кроликам, до 10мл – морским свинкам, до 5 мл – крысам, до 2 мл – мышам.

Внутривенное заражение кроликов. Кроликов заражают в кра­евую вену уха. Вдоль наружного края уха выщипывают шерсть, затем это место слегка пощелкивают кончиками пальцев, что­бы вызвать гиперемию сосудов, и протирают ватой, смоченной в 70 % спирте. После явного набухания вены под ухо подводят II палец левой руки. Прокол вены следует делать ближе к верхушке уха, так как при частых уколах возможна облитера­ция сосуда в этом месте, но проксимальный участок вены остается неповрежденным. Чтобы удостовериться, правильно ли введена игла, сначала вводят небольшое количество мате­риала. При нахождении иглы в полости вены материал вводит­ся свободно, в противном же случае жидкость из шприца вытекает с трудом, а на ухе в месте введения образуется взду­тие. Если игла не попала в вену, ее вынимают и вводят по­вторно в другое место ближе к основанию уха. По окончании введения нижний участок вены слегка придавливают, а к месту укола прикладывают кусочек стерильной ваты, смоченной спиртом или спиртовым раствором йода, после чего из вены извлекают иглу. Внутривенно кроликам можно вводить до 20 мл жидкости.

Внутривенное заражение крыс и мышей. Крыс и мышей за­ражают в боковую вену хвоста. Непосредственно перед введе­нием материала хвост животного, чтобы вызвать гиперемию сосудов, погружают в сосуд с водой, подогретой до 50°С, смазывают ксилолом или толуолом. После того как сосуды заметно набухают, корень хвоста сдавливают пальцами. Для введения материала лучше всего пользоваться туберкулиновы­ми иглами, очень тонкими и короткими, с косым срезом. При введении иглы в вену шприц держат под острым углом, почти параллельно оси хвоста. Иглу поворачивают отверстием нару­жу. Корень хвоста освобождают от сдавливания. Как и в предыдущем случае, нахождение иглы в вене определяют по легкости введения материала и отсутствию заметного уплотне­ния в месте, где находится игла. Взрослым белым крысам допускается вводить до 6 мл жидкости, мышам – до 0,5 мл.

Заражение через пищеварительный тракт. Заразить живот­ное через рот можно двумя способами. Материал, предназна­ченный для заражения, примешивают к корму или питью жи­вотного. Такой способ является наиболее простым и естест­венным, однако в лабораторной практике применение его ограничено, поскольку количество материала, попадающее в организм заражаемого животного, не подлежит точному учету.

В связи с этим значительно чаще материал, предназначенный для заражения, вводят животному шприцем, игла которого имеет незначительный изгиб и утолщение на конце в виде оливы. Наличие изгиба допускает введение иглы в пищевод животного. Диаметр иглы для мышей должен быть не более 1 мм, для крыс – 1–1,5 мм, длина – соответственно 35–45 и 70–75 мм.

Крыс и мышей фиксируют перед заражением в вертикаль­ном положении: одной рукой помощник держит животное за складку кожи на затылке, около ушей, другой – за корень хвоста. Животным открывают рот браншами пинцета, вставляя их между нижней и верхней челюстями. Иглу, введенную в рот, продвигают по задней стенке глотки на глубину 1 см у мышей и 2–2,5 см у крыс. На указанной глубине игле придают вертикальное положение. Процесс введения иглы, как прави­ло, затруднений не представляет, конец ее проникает непо­средственно в желудок или в нижний отдел пищевода. Коли­чество материала, вводимого за один раз в желудок мышей, должно быть не более 1 мл, взрослых крыс – не более 3,5 мл (рис. 12.7).

А.Е.Попова (1972) при пероральном введении жидкостей мелким лабораторным животным предложила пользоваться вмес­то металлического зонда с оливой полихлорвиниловой труб­кой, представляющей собой наружную оболочку одного про вода многожильного телефонного кабеля, из которого удален проводник. Длина трубки 15–17 см, наружный диаметр 1– 1,5 мм, внутренний просвет 0,5–0,7 мм.

Рис. 12.8. Заражение кролика per os.

В отличие от металлического зонда, часто попадающего в дыхательные пути и вызывающего гибель животных от асфик­сии, а при глубоком введении повреждающего стенку желудка и пищевода, эластический зонд при незначительном усилии легко проникает из полости рта в пищевод и желудок живот­ного, не требуя строгого ограничения глубины введения, так как даже при излишне глубоком введении стенки желудка не повреждаются.

Вводимая жидкость дозируется с помощью шприца, на со­сок которого надевают эластичный зонд.

Морских свинок и кроликов перед заражением peros фик­сируют в нормальном для животного положении. Удобнее все­го завернуть их в полотенце и посадить к помощнику на колени.

Зараженный материал вводят через эластичный зонд. Для этой цели обычно выбирают катетер из наиболее мягкой и эластичной резины длиной 7,5–8 см и толщиной не более 0,3–0,5 см. Перед введением зонда в рот животному вставляют роторасширитель, или, как его называют, «зевник», который представляет собой дощечку с круглым отверстием в середине. Ширина дощечки для кролика равна 2 см, для морской свин­ки – 1 см. Через отверстие вставленного в рот «зевника» ос­торожно вводят в пищевод зонд, смазанный вазелином или глицерином. Для того чтобы облегчить введение зонда, живот­ному вливают пипеткой в рот несколько капель воды, вызывая глотательные движения, во время которых зонд легко, без внешнего воздействия продвигается в глубь пищевода. Наружный конец введенного зонда присоединяют к шприцу, напол­ненному материалом, который вводят в желудок медленно в количестве 2,5–3,5 мл морским свинкам и 3,5–5 мл кроликам (рис. 12.8).

Заражение через дыхательные пути (интраназальное зараже­ние). Животному, фиксированному на доске, прикладывают к носу кусочек ваты, смоченной эфиром или хлороформом. К заражению приступают после того, как у животного появит­ся состояние легкого наркоза. Зараженный материал с помо­щью шприца вводят в нос небольшими каплями на глубину 1–1,5 мм мышам, 2–3 мм крысам, 4 мм кроликам и морским свинкам. Чтобы не поранить слизистые оболочки, для введе­ния материала берут абсолютно тупую иглу.

Источник

Заражение лабораторных животных

Использование определенного вида лабораторных животных и метода заражения определяется целью и задачами исследования. Разработаны следующие способы введения исследуемого материала биологическим моделям: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутрибрюшинный, в переднюю камеру глаза, интратрахеальный, интраназальный, внутрикишечный, субокципитальный.

Некоторые методы заражения требуют предварительной подготовки животного. Так, при накожном и внутрикожном способах инокуляции материала удаляют волосяной покров в области брюшка или спины животного. Внутрикишечное и субокципитальное введение патогена проводят под наркозом.

Учитывая высокую степень риска инфицирования персонала лаборатории при интраназальном и интратрахеальном способах заражения, все манипуляции с животными проводят в боксах биологической безопасности. Особые требования по размещению, планировке, оборудованию, техническому обслуживанию и режиму работы предъявляют к аэрозольным лабораториям, проводящим ингаляционное заражение животных возбудителями I – II групп патогенности.

Наиболее часто в практических лабораториях используют беспородных белых мышей, морских свинок, хомячков и кроликов, применяя подкожный, накожный, внутрибрюшинный методы введения инфицированного материала, а также заражение в корень хвоста или вену.

В исследование берут только здоровых животных определенных массы тела и возраста.

Перед заражением животных рассаживают в банки или металлические ящики (кролики), на которые прикрепляют заранее заполненные этикетки. В этикетке указывают вид и вес животного, номер (по журналу регистрации биопроб), вид и количество (объем, доза) вводимого материала, метод инокуляции, дату заражения и фамилию экспериментатора.

Для обеспечения безопасных условий при заражении животных необходимо строго соблюдать специально разработанные методические приемы. Особые требования предъявляют к подбору шприцев.

Работа по заражению животных проводится в паре. Помощник распробковывает пробирку с исследуемым материалом и наклоняет ее таким образом, чтобы врач мог набрать необходимое количество. Чтобы исключить случайное выливание содержимого пробирки, желательно пользоваться пробиркой с углублением в верхней части стенки. Для того чтобы избежать попадания в шприц пузырьков воздуха, следует полностью погрузить иглу в жидкость срезом книзу и медленно продвигать поршень.

При необходимости удалить пузырек воздуха из шприца следует с помощью пинцета насадить на иглу стерильный ватный тампон упакованный в бумажный конверт, перевести шприц в вертикальное положение иглой вверх и осторожно его выдавить. После этого пинцетом снимают с иглы тампон, погружают его в дезинфектант, а пинцет – в стакан со спиртом. Более безопасный способ набора инфицированного материала из чашки Петри или ступки.

При заражении материалом, содержащим сравнительно крупные частицы (суспензии органов исследуемых животных и человека, членистоногих, пищевых продуктов и др.), его набирают в шприц через стерильные марлевые или ватные тампоны.

После того как материал набран в шприц, категорически запрещается прикасаться рукой к игле или месту соединения ее с цилиндром.

При необходимости освободить руки работающего после набора инокулята, шприц можно положить в чашку Петри, предварительно наколов на иглу стерильный ватный или марлевый тампон. При этом шприц должен лежать устойчиво и не касаться иглой и канюлей бортика чашки.

Все манипуляции, связанные с набором инфицированного материала из пробирки и заражением животных, проводят над кюветой (тазом) с дезинфицирующим раствором.

Шприц с инокулятом держат строго горизонтально между большим, средним и безымянным пальцами правой руки. Указательный палец, оставаясь свободным, не должен касаться (до момента заражения) поршня (рис.14).

Рис.14. Исходное положение шприца при

заражении лабораторных животных

Использованные шприцы обеззараживают кипячением или дезинфицирующим раствором. Чтобы исключить опасность разбрызгивания заразного материала при разборке шприца, следует придерживаться определенных правил. Остаток неиспользованного после заражения материала медленно выпускают в дезинфектант, погрузив иглу шприца в раствор. Затем, держа шприц иглой вниз, над емкостью (стерилизатор, кастрюля) с водой или дезраствором, осторожно пинцетом снимают иглу и опускают ее в жидкость. Наклоняют шприц канюлей вверх и пинцетом медленно вытягивают поршень и также погружают его в жидкость. После этого вводят одну браншу пинцета внутрь цилиндра и осторожно затапливают его.

Шприцы одноразового применения не разбирают, как указано выше набирают дезраствор, на иглу пинцетом надевают защитный колпачок, погружают до уровня канюли вдезраствор и заполняют его раствором из шприца, затем пинцетом погружают в емкость с дезраствором.

Если использовались шприцы с насадкой, вынимают только поршень, остальные детали разбирают после обеззараживания. Пинцет помещают в стакан со спиртом или дезинфицируют вместе со шприцами.

При подкожном методе заражения исследуемый материал (0,1-0,2 мл, максимально 0,5 мл – белой мышке, хомячку; 0,5-1,0 мл – морской свинке) вводят экспериментальной модели в область бедра. Помощник фиксирует животное (белая мышь, хомячок, морская свинка) руками или корнцангом (крыса) и подносит к экспериментатору в растянутом виде брюшком кверху. Если инокулюм вводят в правую лапку белой мыши или хомячка необходимо захватить правой рукой ушки и складку кожи в области затылка, а левой – хвост и задние лапки животного и наоборот (рис.15).

Рис.15. Подкожный (внутримышечный) метод Рис.16. Внутрибрюшинный метод заражения

заражения белой мыши морской свинки

При заражении крыс помощник фиксирует корнцангом кожу в области затылка животного, хвост и заднюю лапку прижимает рукой к корнцангу, а свободную заднюю лапку, в которую предполагается вводить материал, держит другой рукой.

Морских свинок берут рукой так, чтобы одна передняя лапка располагалась между большим и указательным, другая – между указательным и средним пальцами помощника. Фиксированные лапки отводят кзади. Задние лапки фиксируют между большим, указательным и средним пальцами другой руки помощника.

В момент заражения руки помощника должны располагаться в одной плоскости с животным, чтобы исключить возможные аварийные ситуации.

Заражающий над кюветой с дезинфектантом в правой руке держит шприц с исследуемым материалом, левой рукой с помощью анатомического пинцета спиртовым ватным тампоном протирает место инокуляции материала, оставляет тампон на руке помощника, этим же пинцетом слегка приподнимает кожу животного вверх и вводит иглу срезом кверху строго под кожу. Затем экспериментатор переносит пинцет на муфту иглы, чтобы зафиксировать ее на шприце, и медленно надавливает на поршень указательным пальцем. После введения материала необходимо сразу убрать указательный палец с поршня, пинцет — с канюли шприца и под прикрытием спиртового тампона вывести иглу из-под кожи. Используемый тампон опускают в дезраствор.

Заражающий набирает при помощи порошня в шприц дезинфицирующий раствор и погружает его в емкость с дезраствором. Помощник помещает животное в банку, которая должна стоять вблизи работающих. Не касаясь горлышка банки, животное головой вниз опускают в нее на глубину не более 5 – 6 см и освобождают сначала голову, а затем задние лапки.

Внутрибрюшинный метод заражения применяют с целью ускорения биологического исследования материала. В этом случае для биопробы можно брать только так называемый «чистый» материал (например, кровь).

Техника внутрибрюшинного метода заражения отличается от подкожного способом подачи животного. В момент непосредственного введения исследуемого материала лабораторное животное должно располагаться вертикально головой вниз. В этом положении кишечник смещается в сторону диафрагмы, что уменьшает возможность его повреждения в момент инъекции.

Мелких лабораторных животных помощник сразу подает головкой вниз, брюшком к экспериментатору. Заражающий обрабатывает место введения инокулята спиртовым тампоном, захватывает анатомическим пинцетом складку кожи вместе с брюшиной несколько выше проекции мочевого пузыря и вводит иглу, прокалывая кожу и брюшину одновременно.

При заражении морских свинок помощник располагает фиксированное животное сначала в горизонтальном положении брюшком вверх, а головкой к правой руке экспериментатора. Заражающий протирает нижнюю часть брюшка спиртовым тампоном, захватывает пинцетом складку кожи, отступая 0,5-0,8 см от белой линии живота в правую сторону по отношению к животному, приподнимает кожу и прокалывает ее. Затем фиксирует этим же пинцетом муфту иглы. В это время помощник осторожно переводит животное в вертикальное положение головой вниз, а заражающий следит за иглой, устанавливая ее перпендикулярно к брюшку животного. Затем экспериментатор колющим движением вводит иглу в полость брюшины. Последующие манипуляции не отличаются от выше указанных при подкожном методе заражения (рис. 16).

Накожный метод заражения применяют при исследовании материала, который содержит большое количество посторонней микрофлоры (загнивший труп грызуна, мокрота, содержимое кишечника, погадки птиц, земля и др.). Перед заражением кожу в области брюшка животного освобождают от волосяного покрова. У кроликов, морских свинок и крыс шерсть выстригают ножницами с закругленными концами. Для полного удаления волосяного покрова используют депилятор (за 2-3 дня до постановки опыта). Помощник крепко фиксирует животное и подает его в растянутом виде строго горизонтально, чтобы избежать стекания капель инфицированного материала с поверхности кожи в момент заражения. Заражающий обрабатывает эпилированный участок стерильным ватным тампоном, смоченным стерильной водой или физиологическим раствором, и скарифицирует лезвием скальпеля до появления капель крови кожу в области предполагаемого заражения. Затем заражающий с помощью пастеровской пипетки, скальпеля или пинцета наносит на кожу небольшое количество (2-3 капли или 0,5-1,0 г) исследуемого материала. Если необходимо заразить животное мокротой, используют ватный тампон, накрученный на деревянную палочку. При исследовании отдельных органов (грызуна, человека) вырезают небольшой кусочек, которым делают отпечатки на скарифицированной коже биопробного животного. После нанесения исследуемого материала следует тщательно втереть его в кожу тупой поверхностью скальпеля под прикрытием стеклянной воронки или крышки от чашки Петри. Воронку или чашку Петри, которые использовали в работе, сразу погружают в дезинфицирующий раствор.

Заражение в корень хвоста. При заражении этим методом используют белых мышей и белых крыс. Белых мышей помощник подает экспериментатору в горизонтальном положении спинкой вверх, оставляя не фиксированным хвост. Для заражения белых крыс необходимо иметь специальные металлические каркасы или банки с металлическими крышками, в средней части которых сделано небольшое отверстие для хвоста. В исключительных случаях животное можно фиксировать с помощью корнцанга. Исследуемый материал вводят животному в подкожную клетчатку в области корня хвоста.

Крыс и мышей можно заразить в боковую вену хвоста. Перед введением материала хвост животного смазывают ксилолом или толуолом, чтобы вызвать набухание вены. Для введения материала лучше пользоваться туберкулиновыми иглами.

Источник