Непрерывный способ стерилизации питательных сред

Методы стерилизации питательных сред и посуды, микробиология

Методы стерилизации питательных сред и посуды, микробиология / Methods of sterilization of nutrient media and dishes, microbiology

Стерилизация является одним из важнейших и необходимых приемов в микробиологической практике. Слово «стерилизация» в переводе с латинского означает обеспложивание. В практической работе под стерилизацией понимают методы, применяемые для уничтожения всех форм жизни как на поверхности, так и внутри стерилизуемых объектов. Различают термическую и холодную стерилизацию. Способы термической стерилизации: прокаливание в пламени и обжигание, сухожаровая стерилизация (горячим воздухом), стерилизация насыщенным паром под давлением (автоклавирование), дробная стерилизация (тиндализация), кипячение. Методы холодной стерилизации: стерилизация фильтрованием, газообразными средствами, ультрафиолетовыми лучами и другими видами излучений.

Физико-химические свойства материала и стерилизация / Physical and chemical properties of the material and sterilization

Возможность и целесообразность применения того или иного способа определяется в первую очередь физико-химическими свойствами материала, подлежащего стерилизации, а иногда и целью исследования.

Стерилизация питательных сред насыщенным паром под давлением (автоклавирование) Совместное действие высокой температуры и давления пара обеспечивает особую эффективность данного способа (табл. 1).

Температура насыщенного пара при разных давлениях Давление Температура, нормальное, атм кПа °С 1,0 101,32 100 1,5 151,98 111 2,0 202,65 121 2,5 251,20 128 3,0 299,75 134 При этом погибают и вегетативные клетки, и споры микроорганизмов. Установлено, что споры большинства микроорганизмов не выдержи6 вают и 5-минутную экспозицию в насыщенном паре при 121 °С.

Стерилизацию текучим паром под давлением осуществляют в автоклавах. Автоклав представляет собой металлический двустенный резервуар, способный выдерживать высокое давление, в который помещают стерилизуемый материал на специальную подставку. Предметы следует размещать не слишком плотно, так как пар должен проходить между ними, иначе они не нагреваются до нужной температуры и могут остаться нестерильными. По окончании времени стерилизации автоклав открывают, когда давление в нем сравняется с атмосферным. Преждевременное открывание крана автоклава недопустимо, так как перегретые среды при резком снижении давления сразу же бурно закипают, смачивают и даже иногда выталкивают ватные пробки, что нарушает впоследствии стерильность материала. К работе с автоклавом допускаются только подготовленные лица! Подготовка сред к стерилизации.

При автоклавировании 3 — 5 % жидкости теряются в результате испарения, поэтому рекомендуется в приготавливаемые среды добавлять сверх объема примерно 5% дистиллированной воды. Тогда после стерилизации среда (раствор) будет иметь требуемую концентрацию. Среды обычно стерилизуют в пробирках, колбах, бутылях.

Емкости заполняют средой не более чем на половину их высоты, чтобы предотвратить смачивание пробок. Сосуды со средами закрывают ватными пробками с бумажными колпачками. Стеклянные, резиновые, корковые и другие пробки завертывают в двойной слой оберточной бумаги и стерилизуют привязанными к склянке, закрытой ватной пробкой. Выбор режима автоклавирования. В микробиологической практике стерилизацию в автоклавах осуществляют при температуре в пределах 111-138 °С, т.е. от 0,5 до 2,5 атм. Температура ниже 111 °С не может считаться надежной; а выше 138 0С, как правило, не является необходимой, к тому же, чем выше давление пара, тем сложнее условия эксплуатации автоклава. Микробиологи чаще всего стерилизуют среды при 0,5 и 1 атм. Температура и длительность автоклавирования питательных сред определяются, прежде всего, их составом, термоустойчивостью или термолабильностью компонентов.

Стерилизация легко разрушающиеся субстраты при 0,5 атм в течение 15-30 мин / Sterilization of easily degraded substrates at 0.5 atm for 15-30 minutes

Мясопептонные среды можно стерилизовать при 1,0 атм 20 мин. С трудом поддаются стерилизации в автоклаве различные порошки (например тальк) и вязкие жидкости (глицерин, вазелиновое масло), поэтому их лучше стерилизовать в сушильных шкафах при 160 °С в течение 2 или 1 ч при 170 °С. В этом случае слой масла или порошка в сосуде не должен превышать 1,5 см. После автоклавирования среды для проверки стерильности выдерживают 2 — 3 сут в термостате при 30 0С. Если в средах обнаруживается рост микроорганизмов, их готовят заново.

Дробная стерилизация (тиндализация) и пастеризация Тиндализация, дробная стерилизация, была предложена в 1877 г. Тиндалем. Она применяется для сред, портящихся под действием температур выше 100 °С. Тиндализацию осуществляют текучим паром а автоклаве с незавинченной крышкой или в аппарате Коха. Среды прогревают несколько раз по 10 — 15 мин. Между прогреваниями среды ставят в термостат при температуре 3 0 0 С н а 8 — 1 2 ч для прорастания жизнеспособных спор. Среды, не выдерживающие нагревания при 100 °С, прогревают более осторожно при 60 — 80 °С через каждые 8 — 1 2 ч 4 — 5 дней подряд. Однократный прогрев материала при температуре ниже 100 0С известен под названием пастеризация. Этот метод, предложенный Пастером, предназначен для уничтожения только бесспоровых форм микроорганизмов. Следовательно, в подавляющем большинстве случаев он не обеспечивает стерильности.

Пастеризацию проводят при 60-80 0С 10 — 30 мин. Этот процесс используют в пищевой промышленности для обработки молока, фруктовых соков, вина, пива и др.

Стерилизация фильтрованием Фильтрованием стерилизуют синтетические среды строго определенного состава, которые содержат легкоразрушающиеся или летучие компоненты — витамины, аминокислоты (цистеин и цистин), белки, углеводы, антибиотики и др. Фильтрование жидкостей осуществляют через мелкопористые материалы, легко адсорбирующие клетки микроорганизмов: асбест, целлюлозу, фарфор, каолин и др.

Стерилизующими фильтрами теоретически считают такие, размер пор которых не превышает 0,20 мкм. Наиболее широкое распространение в микробиологической практике получили мембранные фильтры, которые в зависимости от величины пор применяют для фильтрования и стерилизации. Для стерилизации используют отечественные фильтры фирм «Владипор», «Владисарт» с диаметром пор 0,20 мкм. Плотные диски, изготовленные из смеси асбеста с целлюлозой, называются фильтрами Зейтца. В зависимости от диаметра пор они обозначаются разными индексами.

Стерилизующими являются СФ-3 и СФ-4. Мембранные фильтры стерилизуют автоклавированием при 1 атм 15 мин или длительным кипячением. Стерилизация стеклянной посуды. Основным способом стерилизации стеклянной посуды является обработка ее сухим горячим воздухом при температуре не выше 180 ° в течение 1 — 3 ч (табл. 2). При этом погибают и вегетативные клетки, и споры микроорганизмов. Стерилизацию осуществляют в специальных суховоздушных (сухожаровых) стерилизаторах и сушильных шкафах, приспособленных для стерилизации и обеспечивающих автоматическое поддержание необходимой температуры.

Таблица 2 Время, необходимое для стерилизации стеклянной посуды сухим жаром Температура, °С Время, мин 140 180 150 150 160 120 170 60 Посуда перед стерилизацией должна быть тщательно вымыта и завернута в бумагу для сохранения стерильности после прогревания. После этого еѐ загружают в стерилизатор (или в сушильный шкаф) не слишком плотно, чтобы обеспечить циркуляцию воздуха и равномерный надежный прогрев стерилизуемого материала. По окончании стерилизации шкаф не открывают до тех пор, пока температура в нем не упадет до 80 °С, так как при резком охлаждении иногда нарушается стерильность материала, а сильно нагретое стекло может растрескаться. Стерилизация инструментов и приборов.

Стерилизация прокаливанием в пламени перед использованием, металлические инструменты / Flame sterilization before use, metal tools

На пламени кратковременно обжигают предметные и покровные стекла, стеклянные шпатели и палочки, фарфоровые ступки и пестики, горлышки колб, пробирок, бутылок, а также ватные пробки при посевах культур и разливе сред. В пламени погибают и вегетативные клетки, и споры микроорганизмов. Шприцы лучше всего стерилизовать сухим жаром при 160 0С либо в собранном, либо в разобранном виде. В первом случае длительность стерилизации 75, во втором — 60 мин. Собранные шприцы вместе с иглой стерилизуют в пробирке, закрытой ватной пробкой, разобранные заворачивают в бумагу или ткань.

Можно стерилизовать шприцы и в автоклаве при 1 атм в течение 15-20 мин. Автоклавируют их только в разобранном виде, иначе они повреждаются.

Стерилизация газообразными веществами / Sterilization with gaseous substances

Лабораторную аппаратуру, имеющую зеркальное, оптическое и радиоэлектронное оборудование, а также изделия из термолабильных пластмасс, например центрифужные пробирки, стерилизуют газовым методом. Для газовой стерилизации применяются только те соединения, которые обладают спороцидными свойствами. Это оксид этилена, метилбромид, оксид пропилена, формальдегид, глютаральдегид, бета-пропиолактон, озон и др. Газовую стерилизацию проводят в специальных герметически закрывающихся аппаратах.

Стерилизуемые объекты, помещаемые в камеру, упаковывают как при стерилизации в автоклаве или сушильном шкафу. При проведении газовой стерилизации строго соблюдают правила работы с ядовитыми газообразными веществами. Стерилизация облучением Для стерилизации помещений, оборудования, некоторых медицинских принадлежностей, пищевых продуктов используют различные виды излучений: инфракрасное, ультрафиолетовое, рентгеновские лучи, а-, Р- и у-лучи радиоактивных элементов. Чаще других в микробиологической практике используют ультрафиолетовое облучение. Мощность ультрафиолета измеряется в бактах. Доза УФ-излучения, губительная для различных видов микроорганизмов (кроме спор), составляет 5 мкб/см2

Источник

Стерилизация питательных сред

Понятие, виды и классификация питательных сред. Требования, предъявляемые к питательным средам, которые применятся для культивирования микроорганизмов. Аппаратура и характеристика методов стерилизации питательных сред, их отличия и преимущества.

Рубрика	Биология и естествознание
Вид	реферат
Язык	русский
Дата добавления	05.09.2013
Размер файла	907,8 K

Отправить свою хорошую работу в базу знаний просто. Используйте форму, расположенную ниже

Студенты, аспиранты, молодые ученые, использующие базу знаний в своей учебе и работе, будут вам очень благодарны.

Размещено на http://www.allbest.ru/

Министерство образования и науки РФ

ФГАОУ ВПО «Уральский федеральный университет имени первого Президента России Б.Н. Ельцина»

Кафедра «Технологии органического синтеза»

на тему: «Стерилизация питательных сред»

Выполнила: студент гр х-400803

Проверила: Берсенева В.С.

Питательные среды и их классификация

Микробы, как любые другие живые организмы свое развитие и рост, обновление строительного материала, обеспечение энергетических процессов осуществляют за счёт постоянного обмена веществ с окружающей его внешней средой, т.е. путём питания и дыхания. Типы питания, дыхания (аэробы и анаэробы), индукцию и активность ферментов, токсинов, пигментов, рост и размножение являются основными физиологическими параметрами, которые учитывают при разработке составов питательных сред и условий культивирования микробов in vitro.

Культивировать микроорганизмы — это значит искусственно создавать условия для их роста и размножения in vitro, взаимосвязанных, но не обязательно сопряжённых процесса. Для культивирования in vitro необходимы субстраты, которые микроорганизмы могут использовать в качестве питательных веществ для своего роста и размножения. Такие питательные субстраты — плотные или жидкие — называют культуральными или питательными средами. Для обеспечения правильного протекания процесса питательную среду необходимо предварительно обработать(стерилизовать). В данном реферате рассмотрены общее понятия питательная среда, тип питательных сред и способы и аппарты для их стерилизации.

Питательная среда — вещество или смесь веществ, применяемая для культивирования макро- и микроорганизмов. Существует множество стандартных биологических питательных сред.

Требования, предъявляемые к средам

— быть питательными, то есть содержать в легко усвояемом виде все вещества, необходимые для удовлетворения пищевых и энергетических потребностей. При культивировании ряда микроорганизмов в среды вносят факторы роста — витамины, некоторые аминокислоты, которые клетка не может синтезировать.

— иметь оптимальную концентрацию водородных ионов — pH, так как только при оптимальной реакции среды, влияющей на проницаемость оболочки, микроорганизмы могут усваивать питательные вещества.

Для большинства патогенных бактерий оптимальна слабощелочная среда (pH 7,2-7,4). Исключение составляют холерный вибрион — его оптимум находится в щелочной зоне (pH 8,5-9,0) и возбудитель туберкулёза, нуждающийся в слабокислой реакции (pH 6,2-6,8).

Чтобы во время роста микроорганизмов кислые или щелочные продукты их жизнедеятельности не изменили pH, средым должны обладать буферностью, то есть содержать вещества, нейтрализующие продукты обмена.

— быть изотоничными для микробной клетки; то есть осмотическое давление в среде должно быть таким же, как внутри клетки. Для большинства микроорганизмов оптимальная среда, соответствующая 0,5 % раствору натрия хлорида.

— быть стерильными, так как посторонние микробы препятствуют росту изучаемого микроба, определению его свойств и изменяют свойства среды.

— плотные средым должны быть влажными и иметь оптимальную для микроорганизмов консистенцию.

— обладать определённым окислительно — восстановительным потенциалом, то есть соотношением веществ, отдающих и принимающих электроны, выражаемым индексом RH₂. Например, анаэробы размножаются при RH₂, не выше 5, а аэробы — при RH₂ не ниже 10.

— быть по возможности унифицированным, то есть содержать постоянное количество отдельных ингредиентов.

Желательно, чтобы средым были прозрачными — удобнее следить за ростом культур, легче заметить загрязнение среды посторонними микроорганизмами. аппарат стерилизация питательная среда

— По исходным компонентам:

— натуральные среды — готовят из продуктов животного и растительного происхождения(мясо, костная и рыбная мука, кормовые дрожжи, сгустки крови и др.)

— синтетические среды — готовят из определённых химически чистых органических и неорганических соединений, взятых в точно указанных концентрациях и растворённых в дважды дистиллированной воде.

— По консистенции (степени плотности):

Плотные и полужидкие среды готовят из жидких, к которым прибавляют агар-агар или желатин. Кроме того, в качестве плотных сред применяют свёрнутую сыворотку крови, свёрнутые яйца, картофель, среды с силикагелем. Некоторые микроорганизмы используют желатин как питательное вещество — при их росте среда разжижается.

— простые: мясопептонный бульон(МПБ), мясопептонный агар (МПА), , питательный желатин,

— сложные — готовят прибавляя к простым средам кровь, сыворотку, углеводы и другие вещества.

— основные — служат для культивирования большинства патогенных микробов. МПБ, МПА, бульон и агар Хоттингера, пептонная вода.

— специальные — служат для выделения и выращивания микроорганизмов, не растущих на простых средах.

— селективные (избирательные) — служат для выделения определённого вида микробов, росту которых они благоприятствуют, задерживая или подавляя рост сопутствующих микроорганизмов. Среды становятся селлективными при добавлении к ним определённых антибиотиков, солей, изменения pH. Жидкие элективные среды называют средаминакопления.

— дифференциально-диагностические — позволяют отличить один вид микробов от другого по ферментативной активности.

— консервирующие — предназначены для первичного посева и транспортировки исследуемого материала.

Посуда для приготовления сред

Посуда для приготовления сред не должна содержать посторонних веществ, например щелочей, выделяемых некоторыми сортами стекла, или окислов железа, которые могут попасть в среду при варке её в ржавых кастрюлях. Лучше пользоваться стеклянной, эмалированной или алюминиевой посудой. Перед употреблением посуду необходимо тщательно вымыть, прополоскать и высушить. Новую стеклянную посуду предварительно кипятят 30 минут 1-2 % растворе хлороводородной кислоты, после чего в течение часа прополаскивают в проточной воде.

Исходным сырьём для приготовления большинства сред служат продукты животного и растительного происхождения, а также готовые полуфабрикаты.

1. варка: среды варят на открытом огне, водяной бане, автоклаве или варочных котлах.

2. установление pH: ориентировочно производят с помощью индикаторной бумаги, для точного определения пользуются потенциометром или компаратором. При стерилизации pH снижается на 0,2, поэтому сначала готовят более щелочной раствор.

3. осветление производят, если при варке среды мутнеют или темнеют. Для этого используют белок куриного яйца или сыворотку крови.

4. фильтрация жидких и расплавленных желатиновых сред производят через влажный бумажный или матерчатый фильтры. Фильтрация агаровых сред затруднена — они быстро застывают. Обычно их фильтруют через ватно-марлевый фильтр.

5. разливают среды не более чем на ? емкости, так как при стерилизации могут намокнуть пробки и среды утратят стерильность.

6. стерилизация: режим стерилизации зависит от состава среды и указан в её рецепте.

— для контроля стерильности среды ставят на 2 суток в термостат, после чего их просматривают.

— химический контроль окончательно устанавливает pH, содержание общего и амминого азота, пептона, хлоридов.

— для биологического контроля несколько образцов среды засевают специально подобранными культурами, и по их росту судят о питательных свойствах среды

Стерилизация питательных сред и аппаратура

Автоклавирование питательных сред для выращивания культур тканей проводят после их разлива в пробирки или колбы под давлением 0.7-0.8 атм. при температуре 115-120 о С в течение 15 — 30 минут, в зависимости от объема среды. Если в результате стерилизации среда помутнела, следовательно, неправильно выбран режим стерилизации.

При выделении микроорганизмов и сохранении чистых культур необходимо, чтобы среда не содержала никаких посторонних микробов, что достигается обеспложиванием или стерилизацией. Стерилизуют как среды, так и материалы, инструменты, аппараты, которыми пользуются при работе.

Физическая стерилизация подразделяется на термическую и холодную. Термическая стерилизация — стерилизация под действием высоких температур, вызывающих денатурацию клеточных белков, разрушающих осмотический барьер клеток, нарушающих равновесие ферментативных реакций, что приводит к гибели клетки. Термическая стерилизация осуществляется различными способами:

1. Прокаливание в пламене горелки. Так стерилизуют бактериальные петли, иглы, кончики пинцетов, горлышки колб и пробирок, ватные пробки (кратковременно).

2. Кипячение. Производят в стерилизаторе. Стерилизуют шприцы, ножницы, скальпели, пинцеты, резиновые перчатки и резиновые пробки.

3. Стерилизация сухим жаром. Осуществляется в сушильных шкафах при температуре 160?С — 2 ч., 165?С — 1 ч., 180?С — 40 мин. Горячим воздухом чаще всего стерилизуют стеклянную посуду.

4. Стерилизация влажным жаром (текучим паром). Производится в аппарате Коха или в автоклаве при открытом выпускном кране. Таким образом, стерилизуют питательные среды, свойства которых изменяются при температурах выше 100?С. Обработку материала текучим паром используют для проведения дробной стерилизации (тиндализации) — трехкратной обработки питательной среды влажным жаром в течение одного часа при температуре 70 — 80?С интервалами 24 ч., во время которых поддерживается температура, благоприятная для прорастания спор. Проросшие из спор вегетативные клетки быстро погибают при очередном нагревании.

5. Стерилизация влажным жаром под давлением (автоклавирование).

Наиболее надежный и чаще всего применяемый способ стерилизации питательных сред. Основан на нагревании материала насыщенным водяным паром при давлении выше атмосферного. Время стерилизации 10 — 45 мин. Температура пара возрастает при повышении его давления:

Температура пара (?С)

6. Неполная стерилизация (пастеризация). Достигается выдерживанием материала при 60?С в течение 30 мин, при 75?С -15 мин, при 90?С без выдержки. Широко применяется для частичной стерилизации легко портящихся пищевых продуктов (молоко, соки, сиропы). В почвенной микробиологии пастеризуют суспензии почв, чтобы освободить их от вегетативных клеток, но сохранить споры бактерий. Методы холодной стерилизации применяют в тех случаях, когда среды выдерживают нагревание.

Холодная стерилизация включает в себя:

1. Фильтрацию, которая заключается в пропускании жидкостей через специальные фильтры, имеющие мелкопористые перегородки и поэтому задерживающие клетки микроорганизмов. Причем здесь имеет место не только механическая задержка, но и адсорбция микроорганизмов на стенках, ограничивающих поры, вследствие того, что большинство микроорганизмов в водных суспензиях несет на своей поверхности отрицательный заряд, а фильтры изготавливаются из положительно заряженных материалов. Диаметр пор определяет область применения фильтров (фильтрующее и стерилизующее действие). Используют следующие типы фильтров:

— Мембранные фильтры (пористые диски из целлюлозы, коллодия, ацетата, толщиной около 0,1 мм с диаметром пор от 0, 35 до 1, 2 мкм).

— Фильтры Зейтца (диски из смеси асбеста с целлюлозой). С увеличением содержания целлюлозы пористость фильтра возрастает.

— Мелкопористые стеклянные фильтры (диски из фрагментов стекла,получаемые путем его сплавливания).

— Фарфоровые фильтры в виде полых свечей из каолина с примесью кварцевого песка (свечи Шамберлана), из инфузорной земли (свечи Беркефельда) и других материалов.

Фильтр, представляющий собой диск, закрепляется в специальном держателе (стеклянном, металлическом), который вставляется в приемник фильтрата (колба Бунзена). Свечи вставляют непосредственно в резиновую пробку приемника. Перед употреблением фильтры, их держатели и приемник фильтрата должны быть простерилизованы. Обычно фильтрование ускоряется путем создания на фильтре перепада давления, достигаемого либо приложением повышенного давления к находящейся над фильтром жидкости, либо откачиванием воздуха с помощью вакуумного насоса, присоединенного к приемнику фильтрата. Мембранные и асбестовые фильтры рассчитаны на одноразовое использование. Свечи после специальной обработки можно использовать повторно.

2. Стерилизацию облучением, основанную на летальном эффекте, которое оказывают на клетки микроорганизмов ультрафиолетовые, рентгеновские лучи и нейтроны. В лабораторных условиях обычно используют ультрафиолетовые лучи, источником которых являются специальные бактерицидные лампы. Излучателем в них служит электрическая дуга, возникающая в парах ртути низкого давления и испускающая линейчатый спектр в ультрафиолетовой области с длиной волны 260 нм. Бактерицидные лампы используют для частичной стерилизации открытых поверхностей и воздуха. Применение ультрафиолета ограничено из-за его малой проникающей способности. Вегетативные формы бактерий более чувствительны к УФ-облучению, чем споры.

3. Стерилизацию ультразвуком, создаваемым в жидкостях при помощи вибрирующих никелевых или кварцевых дисков. Разрушение клеток при ультразвуковом воздействии обусловлено возникновением вторичных явлений — кавитации. В результате действия звуковой волны высокой частоты образуются разрывы в жидкости, которые затем образуют пузырьки. При их захлопывании идет сильная гидравлическая волна, достигающая 10 атм., что приводит к механическому разрушению клеток. Бактерицидный эффект ультразвука снижается, если подавляется кавитация (разрыв жидкости), что происходит при дегазации, погружении объекта в гель или другую вязкую среду. Бактерицидный эффект ультразвука напротив усиливается при насыщении озвучиваемой эмульсии углекислотой, азотом, кислородом, воздухом, так как это усиливает кавитацию. К ультразвуку чувствительны все микроорганизмы, в том числе и споровые. Но по степени чувствительности они значительно отличаются. Химическая стерилизация представляет собой удаление или разрушение микроорганизмов, находящихся на неживых объектах или поверхностях, с помощью химических агентов, получивших название дезинфицирующих веществ. В качестве дезинфицирующих агентов применят галогены и их производные (гипохлорид натрия, хлорамины, спиртовой раствор йода), фенольные соединения, спирты, микробоцидные газы (формальдегид, окись этилена). Для консервации питательных сред, вакцин и сывороток используют хлороформ, толуол, эфир, формалин и др.

Рис.2 Стерилизатор паровой

В настоящее время доминирует термический метод стерилизации питательных сред. Холодная стерилизация (фильтрация) применяется для термолабильных компонентов. Эти среды не должны содержать нерастворимых веществ.

Наиболее часто применяемая принципиальная схема стерилизации включает подогрев среды острым паром (в стерилизационной колонке) с последующим ее выдерживанием при нужной температуре и охлаждением.

Время стерилизации среды (выдержку) регулируют путем изменения длины труб или количества пластинчатых теплообменников, температуру — подачей пара на подогрев. Для сред, содержащих термолабильные компоненты, необходимое время выдержки составляет иногда 18—20 мин при сравнительно низкой температуре, что трудно реализовать в проточных выдерживателях. Например, при производстве кормового лизина в этом случае применяются многокорпусные объемные выдерживатели с перемешиванием (увеличением скорости потока) при передаче среды последовательно из корпуса в корпус.

Контрольно-измерительная и управляющая аппаратура линии стерилизации размещена на отдельном пульте управления или на общем пульте цеха ферментации.

Посевные питательные среды рекомендуется стерилизовать, а иногда приготавливать непосредственно в посевных ферментаторах. Последнее упрощает аппаратуру и уменьшает вероятность получения нестерильной культуры.

Стерилизация питательной среды для периодического процесса главной ферментации решается по-разному. Непрерывная стерилизация вне аппарата обеспечивает экономию тепла и минимум термической экспозиции питательных компонентов, хотя технически сложно осуществима и связана с повышенной вероятностью нестерильных операций, особенно на средах с нерастворимыми компонентами. Второй вариант — подача среды, нагретой до температуры стерилизации, в рабочие ферментаторы с последующей ее выдержкой и охлаждением в аппарате — более простой и надежный в отношении гарантий стерильности. Расход тепловой энергии и вероятность ухудшения свойств среды в результате длительного термического воздействия в этом случае возрастают.

При синтезе вторичных продуктов нередко необходимы более концентрированные среды для подпитки. Их стерилизация в принципе не отличается от таковой для основных сред. Однако обычно верхний предел допустимого содержания в них сухих веществ все же определяется техническими параметрами линии стерилизации (образование накипи, оседание и др.), а температура стерилизации и время выдержки — составом среды (допустимая карамелизация и другие реакции компонентов среды).

Линии стерилизации сред для непрерывных процессов не отличаются от таковых для периодических.

Холодная стерилизация, как уже было отмечено, применяется в настоящее время только для термолабильных компонентов — раствора мочевины, аммиачной воды и других корректирующих рН растворов — для классической биотехнологии, ряда сложных сред — для нетрадиционной биотехнологии. Основным аппаратом линии холодной стерилизации является мембранный фильтр. Ведущие иностранные фирмы «Полл корпорейшн», «Миллипор» и другие предлагают ряд мембран из полипропилена, целлюлозы, пористой нержавеющей стали, спеченной тканой проволочной сети, микроволохна, нейлона, эпоксидной смолой целлюлозы и других материалов. Мембраны чаще всего оформлены в виде фильтрующих патронов. Например, «Полл корпорейшн» наиболее часто предлагает патроны диаметром 70 мм, длиной 250—760 мм. Корпуса патронов изготавливаются из нержавеющей стали.

В линиях стерильных сред и других компонентов (а также для обвязки ферментаторов) в последних проектах применяется только сильфонная стальная нержавеющая арматура. В настоящее время стерильные сыпучие питательные среды реально используются при производстве ферментов поверхностным методом.

В данном реферате было дано определение термину питательная среда и способы их стерилизации. Также рассмотрена аппаратура для стерилизации питательных сред.

1. М.С. Поляк, В.И. Сухаревич, М.Э. Сухаревич «Питательные среды для медицинской микробиологии»

Источник