Методы заражения лабораторных животных.
Применяют следующие методы заражения животных: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутривенный, пероральный, интраназальный, внутриполостной (в брюшную полость, в грудную полость, в переднюю камеру глаза), внутриорганный (в мозг, в лёгкие).
Способ заражения зависит от вида материала, вида животного, тропизма микроба.
Участок кожи, где проводится манипуляция, обрабатывают в такой последовательности:
· выщипывают или выстригают (выбривают) шерсть;
· удаляют остатки шерсти депилятором;
· участок кожи подвергают антисептической обработке одним из способов (спиртом, спиртом в смеси с эфиром 1:1, 10% настойкой йода).
Материал вводят с соблюдением правил асептики. При болезненных вмешательствах предварительно проводят анестезию.
Накожный метод.На кожу спины или живота, освобождённую от шерсти, наносят царапины скарификационной иглой. Материал берут стеклянной палочкой и втирают досуха.
Внутрикожный метод.Местом введения обычно выбирают кожу спины или живота. Шерсть на этом месте за два дня до опыта удаляют депилятором. Используют очень тонкие и острые иглы с пологим скосом. Иглу вводят в кожу под очень острым углом скосом вверх. Инъецируют до 0,1 мл раствора. Образовавшееся вздутие («лимонная корочка») не исчезает 3–5 минут.
Подкожный метод.Иглу шприца вводят в основание кожной складки предполагаемого места инъекции. После прокола кожи направление иглы меняют и медленно вводят жидкость – мышам не более 1,0 мл, морским свинкам и крысам –1,5 мл, кроликам –3,0 мл, место введения обрабатывают антисептиком. Следят за тем, чтобы введенный материал не вытекал наружу.
Внутримышечный метод. Лучшим местом введения считается участок с развитым мышечным слоем в области верхней трети задней лапы животного. Острие иглы направляют почти перпендикулярно участку.
Внутривенный метод.Инъекцию производят в краевую вену уха кроликов, яремную вену морских свинок, хвостовую вену крыс или мышей. Обрабатывают кожу над веной. Для лучшего наполнения вены ее пережимают ниже будущего введения или кожу обогревают теплой (55 0 С) водой. Материал вводят медленно.
Пероральный метод.Объём жидкости, вводимой перорально, зависит от вида и возраста животного.
Кроликов и морских свинок пеленают и располагают в положении, близком к вертикальному. Материал вводят принудительно с помощью тонкого эластичного зонда. Процесс введения зонда требует навыков. Перед введением зонда животному вставляют роторасширитель с отверстием в середине. Продвижение зонда по пищеводу обычно не вызывает затруднений, если его конец смазан вазелином, а у животного вызывают глотательные движения закапыванием в рот нескольких капель воды. Через воронку или шприц жидкость вливают в желудок.
Крыс или мышей помощник фиксирует в вертикальном положении, рот открывают браншами пинцета. Жидкость можно вводить двумя способами: а) шприцем со специальной изогнутой иглой, конец которой утолщен в виде шарика с боковым отверстием; б) шприцем с обычной иглой, на которую насажен тонкий эластичный зонд.
Интраназальный метод.Животное фиксируют, с помощью эфира или хлороформа вызывают состояние лёгкого наркоза. Материал вводят в нос животному маленькими каплями шприцем и иглой с насаженным тонким зондом. Материал можно капать непосредственно на нос животного, контролируя его попадание в носовые ходы.
Внутрибрюшинный метод.Инъекцию производят в задней трети живота. Место введения обрабатывают антисептиком до и после инъекции. Животное располагают вниз головой или в наклонном положении. Несколько отступив от средней линии, брюшную стенку прокалывают, вводят иглу под тупым углом к стенке. Игла должна быть с притупленным концом во избежание повреждения внутренних органов.
Дата добавления: 2015-02-23 ; просмотров: 5524 ; ЗАКАЗАТЬ НАПИСАНИЕ РАБОТЫ
Источник
Методы заражения лабораторных животных
Экспериментальное заражение лабораторных животных производится с целью:
— выделения из исследуемого материала чистой культуры возбудителя болезни,
— определения вида бактерий при диагностике болезни, т.е. идентификации;
— испытания на эффективность вакцин и лечебных сывороток.
Заражение животных с целью выделения чистой культуры патогенного микроорганизма, вызвавшего заболевание, производят в том случае, если в исследуемом материале содержится посторонняя микрофлора, которая на питательных средах подавляет рост возбудителя. Например, при исследовании несвежего патологического материала или объектов внешней среды на наличие возбудителей сибирской язвы заражают белых мышей или морских свинок.
У зараженных животных возникает септицемия – размножение микробов в крови. Зараженные животные погибают через 1-3 суток. Чистая культура возбудителя выделяется путем посева на питательные среды крови из сердца и внутренних органов.
Заражение животных производится также для исследования материала, содержащего незначительное количество микробов или их фильтрующие формы, которые не удается выделить при культивировании на питательных средах. Так, например, если при микроскопическом исследовании мокроты или осадка мочи не удается обнаружить микобактерии туберкулеза, этим материалом заражают морскую свинку. У экспериментального животного через 4-6 недель развивается генерализованный инфекционный процесс. При вскрытии во всех внутренних органах обнаруживают туберкулы (бугорки), при микроскопическом исследовании которых выделяют большое количество туберкулезных микобактерии.
Экспериментальное заражение производят при изучении заболеваний, вызванных вирусами и риккетсиями, в тех случаях, когда возбудители не могут быть обнаружены другими путями. Воспроизведение типичного заболевания у животного подтверждает присутствие вируса в исследуемом материале.
Кроме того, заражение животных применяют для определения вирулентности микробов, выделенных из исследуемого материала.
В микробиологической работе используют животных также с целью получения иммунных сывороток и вакцин, изучения их эффективности и безвредности (контроль биологических препаратов), взятия крови, необходимой для проведения различных реакций, и приготовления специальных питательных сред.
Для экспериментального заражения могут служить многие виды животных, но чаще используют белых мышей, морских свинок, хомяков, кроликов, реже голубей, кур, котят и др. Эти животные восприимчивы ко многим инфекционным болезням человека и животных, удобны в обращении и легко размножаются в вивариях.
Сцелью получения иммунных сывороток используют лошадей, кроликов, баранов, ослов; для приготовления вакцин против оспы, бешенства – телят, кроликов, белых мышей; контроль биологических препаратов производится на кроликах, морских свинках, белых мышах; кровь для приготовления питательных сред берут у баранов, кроликов.
При экспериментальном заражении животных изучаемый материал вводят различными путями: накожно, подкожно, внутрикожно, внутримышечно, внутривенно, внутрибрюшинно, в головной мозг и др.
Подготовка животных к заражению складывается из следующих этапов.
1. Отбор животных. Опыты проводят только на здоровых животных, которые отличаются гладкой блестящей шерстью, опрятны, активно двигаются и хорошо поедают корм. Кроме внешнего осмотра, перед заражением производят термометрию. У кроликов и морских свинок измеряют температуру ртутным термометром, изогнутым под углом. Термометр вводят в прямую кишку. Нередко температура измеряется не только до заражения, но и в течение всего опыта. Нормальная температура у лабораторных животных колеблется в следующих пределах: у морских свинок – 38-39°, у кроликов – 38,5-39,5°, у мышей – 37-39°.
2.Мелких животных метят, окрашивая анилиновыми красками или насыщенным раствором пикриновой кислоты. В протоколе отмечают место окраски. Более крупным животным (морские свинки и кролики) к ушам прикрепляют бирки с номерами.
3. Подготовка места введения материала. В месте введения шерсть удаляют выщипыванием, выстриганием, выбриванием или с помощью депилятория. Эту операцию производят накануне опыта, так как удаление шерсти любым способом вызывает раздражение кожи. В качестве депилятория очень часто используют смесь сернокислого бария и пшеничного крахмала, которые в равных количествах разводят водой до получения массы в виде густой сметаны. Накладывают эту массу на шерсть и через 3 мин удаляют ее вместе с шерстью, кожу тщательно промывают водой.
4. Животных фиксируют различными способами – в зависимости от вида животного и метода введения материала. Для этой цели используют специальные станки, доски-фиксаторы, ящики. В обычных условиях можно пользоваться более простыми приемами. Кроликов и морских свинок кладут спиной на стол, одной рукой держат за задние конечности, а другой обхватывают грудную клетку, вводя пальцы в подмышечные впадины.
Для взятия крови из сердца животных кладут на спину, растягивая в стороны и немного вверх передние конечности. Для внутривенных инъекций удобнее всего кролика завернуть в полотенце, тесно прижав конечности к туловищу.
Мышей берут за хвост левой рукой, опускают на стол, туловище быстро прижимают к столу двумя пальцами правой руки и, скользя по спине, как бы массируя ее к голове, захватывают кожу над головой, мышь слегка растягивают. Можно держать мышей одной рукой, тогда экспериментатор обходится без помощника.
Место инъекции дезинфицируется спиртом или йодной настойкой или промывают стерильным раствором поваренной соли.
Инструменты, необходимые для заражения животных (шприцы в разобранном виде, иглы, пинцеты), кипятят в течение 10-20 минут и более в зависимости от природы вводимого материала.
Подкожное введение материала. Двумя пальцами левой руки захватывают кожу, слегка меняют направление иглы, чтобы материал не выливался, затем вводят содержимое шприца, надавливая поршень левой рукой. По окончании введения иглу быстро извлекают, предварительно положив на нее вату, смоченную дезинфицирующим раствором. У кроликов и морских свинок подкожные инъекции удобно делать на спине и животе, у крыс и мышей – на спине, у корня хвоста. Доза введения не более 0,1 – 0,2 мм (рис. 35).
Рис. 35. Техника подкожного заражения
Внутрикожное введение применяется значительно реже. Кожу растягивают двумя пальцами левой руки или натягивают на палец, как перчатку. Иглу вводят под острым углом отверстием кверху в поверхностный слой эпидермиса так, чтобы конец иглы просвечивался. При введении жидкости появляется пузырек, который не исчезает в течение 5 минут. Внутрикожно вводят материал в объеме 0,1-0,2 мл (рис. 36).
Рис. 36. Внутрикожное заражение морской свинки
При накожном способе заражения исследуемый материал втирают стеклянной палочкой в неповрежденную или скарифицированную кожу. Скарификацию (насечки) производят скальпелем или пером для оспопрививания. Материал втирают в места, недоступные для слизывания (на спине, ближе к голове).
Внутрибрюшинное заражение. Материал вводят в левую нижнюю треть живота. Животное держат вниз головой, чтобы кишечник переместился к диафрагме. Кожу прокалывают иглой под острым углом, затем устанавливают шприц под прямым углом. Толчкообразным движением прокалывают брюшную стенку и вводят содержимое шприца (рис. 37).
Рис. 37. Внутрибрюшинное заражение белой мыши
Методика внутривенного заражения зависит от вида животного. У кроликов материал вводят в краевую ушную вену. После удаления шерсти вдоль наружного края уха для лучшего кровенаполнения зажимают вену у основания уха, растирают, поколачивают щелчками место введения или смазывают ксилолом. Перед введением материала сдавливание вены прекращают. Иглу вводят в вену под острым углом по направлению тока крови. При попадании иглы в вену жидкость свободно поступает в кровь при легком надавливании на поршень шприца. Если игла не в вене, жидкость поступает с трудом, образуя в месте введения вздутие. В таком случае следует извлечь иглу и ввести ее ближе к основанию уха. Перед извлечением иглы прижимают вену стерильной ватой и не снимают ее до прекращения кровотечения (рис. 38).
Мышей и крысам материал вводят в хвостовые вены. Помощник держит мышь и сдавливает корень хвоста. Для более полного кровенаполнения сосудов хвост погружают на 1-2 минуты в воду, нагретую до 50°. Прокол вены лучше производить у основания хвоста, где сосуды расположены поверхностно или в нижней его трети, где вены шире. Во время инъекции сдавливание у корня хвоста прекращается.
Морским свинкам материал вводят в вену внутренней поверхности бедра, предварительно разрезают кожу и отсепарируют вены. После инъекции на рану накладывают швы.
Рис. 38. Внутривенное заражение кролика
Для введения материала в сердце или взятия крови из сердца кролика или морскую свинку фиксируют таким образом, чтобы голова животного находилась слева от экспериментатора. Шерсть с левой стороны груди выстригают, кожу дезинфицируют спиртом или йодом. Большим пальцем левой руки экспериментатор слегка надавливает на правую сторону грудной стенки животного, а указательным пальцем нащупывает толчок сердца и одновременно определяет положение ребер. Игла вводится в месте толчка в межреберный промежуток перпендикулярно грудной клетке. Если игла находится в полости сердца, в шприц толчками поступает кровь, после чего можно вводить материал или набирать кровь. Если кровь не поступает, иглу извлекают и производят прокол вены вновь, тщательно проверив место толчка (нельзя изменять направление иглы, не извлекая ее, так как можно разорвать мышцы сердца). После инъекции кожу дезинфицируют йодной настойкой. Обычно при взятии больших порций крови животному вводят под кожу стерильный раствор хлористого натрия в количестве, равном взятой крови.
Заражение субдуральное (под твердую мозговую оболочку), интрацеребральное (внутрь мозга), интраокулярное (в переднюю камеру глаза), через пищеварительный тракт, в дыхательные пути производят в тех случаях, когда иной путь введения не вызывает у экспериментального животного типичного инфекционного процесса.
Все материалы представленные на сайте исключительно с целью ознакомления читателями и не преследуют коммерческих целей или нарушение авторских прав. Студалл.Орг (0.006 сек.)
Источник
Заражение лабораторных животных
Использование определенного вида лабораторных животных и метода заражения определяется целью и задачами исследования. Разработаны следующие способы введения исследуемого материала биологическим моделям: накожный, внутрикожный, подкожный, внутримышечный, внутрибрюшинный, в переднюю камеру глаза, интратрахеальный, интраназальный, внутрикишечный, субокципитальный.
Некоторые методы заражения требуют предварительной подготовки животного. Так, при накожном и внутрикожном способах инокуляции материала удаляют волосяной покров в области брюшка или спины животного. Внутрикишечное и субокципитальное введение патогена проводят под наркозом.
Учитывая высокую степень риска инфицирования персонала лаборатории при интраназальном и интратрахеальном способах заражения, все манипуляции с животными проводят в боксах биологической безопасности. Особые требования по размещению, планировке, оборудованию, техническому обслуживанию и режиму работы предъявляют к аэрозольным лабораториям, проводящим ингаляционное заражение животных возбудителями I – II групп патогенности.
Наиболее часто в практических лабораториях используют беспородных белых мышей, морских свинок, хомячков и кроликов, применяя подкожный, накожный, внутрибрюшинный методы введения инфицированного материала, а также заражение в корень хвоста или вену.
В исследование берут только здоровых животных определенных массы тела и возраста.
Перед заражением животных рассаживают в банки или металлические ящики (кролики), на которые прикрепляют заранее заполненные этикетки. В этикетке указывают вид и вес животного, номер (по журналу регистрации биопроб), вид и количество (объем, доза) вводимого материала, метод инокуляции, дату заражения и фамилию экспериментатора.
Для обеспечения безопасных условий при заражении животных необходимо строго соблюдать специально разработанные методические приемы. Особые требования предъявляют к подбору шприцев.
Работа по заражению животных проводится в паре. Помощник распробковывает пробирку с исследуемым материалом и наклоняет ее таким образом, чтобы врач мог набрать необходимое количество. Чтобы исключить случайное выливание содержимого пробирки, желательно пользоваться пробиркой с углублением в верхней части стенки. Для того чтобы избежать попадания в шприц пузырьков воздуха, следует полностью погрузить иглу в жидкость срезом книзу и медленно продвигать поршень.
При необходимости удалить пузырек воздуха из шприца следует с помощью пинцета насадить на иглу стерильный ватный тампон упакованный в бумажный конверт, перевести шприц в вертикальное положение иглой вверх и осторожно его выдавить. После этого пинцетом снимают с иглы тампон, погружают его в дезинфектант, а пинцет – в стакан со спиртом. Более безопасный способ набора инфицированного материала из чашки Петри или ступки.
При заражении материалом, содержащим сравнительно крупные частицы (суспензии органов исследуемых животных и человека, членистоногих, пищевых продуктов и др.), его набирают в шприц через стерильные марлевые или ватные тампоны.
После того как материал набран в шприц, категорически запрещается прикасаться рукой к игле или месту соединения ее с цилиндром.
При необходимости освободить руки работающего после набора инокулята, шприц можно положить в чашку Петри, предварительно наколов на иглу стерильный ватный или марлевый тампон. При этом шприц должен лежать устойчиво и не касаться иглой и канюлей бортика чашки.
Все манипуляции, связанные с набором инфицированного материала из пробирки и заражением животных, проводят над кюветой (тазом) с дезинфицирующим раствором.
Шприц с инокулятом держат строго горизонтально между большим, средним и безымянным пальцами правой руки. Указательный палец, оставаясь свободным, не должен касаться (до момента заражения) поршня (рис.14).
Рис.14. Исходное положение шприца при
заражении лабораторных животных
Использованные шприцы обеззараживают кипячением или дезинфицирующим раствором. Чтобы исключить опасность разбрызгивания заразного материала при разборке шприца, следует придерживаться определенных правил. Остаток неиспользованного после заражения материала медленно выпускают в дезинфектант, погрузив иглу шприца в раствор. Затем, держа шприц иглой вниз, над емкостью (стерилизатор, кастрюля) с водой или дезраствором, осторожно пинцетом снимают иглу и опускают ее в жидкость. Наклоняют шприц канюлей вверх и пинцетом медленно вытягивают поршень и также погружают его в жидкость. После этого вводят одну браншу пинцета внутрь цилиндра и осторожно затапливают его.
Шприцы одноразового применения не разбирают, как указано выше набирают дезраствор, на иглу пинцетом надевают защитный колпачок, погружают до уровня канюли вдезраствор и заполняют его раствором из шприца, затем пинцетом погружают в емкость с дезраствором.
Если использовались шприцы с насадкой, вынимают только поршень, остальные детали разбирают после обеззараживания. Пинцет помещают в стакан со спиртом или дезинфицируют вместе со шприцами.
При подкожном методе заражения исследуемый материал (0,1-0,2 мл, максимально 0,5 мл – белой мышке, хомячку; 0,5-1,0 мл – морской свинке) вводят экспериментальной модели в область бедра. Помощник фиксирует животное (белая мышь, хомячок, морская свинка) руками или корнцангом (крыса) и подносит к экспериментатору в растянутом виде брюшком кверху. Если инокулюм вводят в правую лапку белой мыши или хомячка необходимо захватить правой рукой ушки и складку кожи в области затылка, а левой – хвост и задние лапки животного и наоборот (рис.15).
Рис.15. Подкожный (внутримышечный) метод Рис.16. Внутрибрюшинный метод заражения
заражения белой мыши морской свинки
При заражении крыс помощник фиксирует корнцангом кожу в области затылка животного, хвост и заднюю лапку прижимает рукой к корнцангу, а свободную заднюю лапку, в которую предполагается вводить материал, держит другой рукой.
Морских свинок берут рукой так, чтобы одна передняя лапка располагалась между большим и указательным, другая – между указательным и средним пальцами помощника. Фиксированные лапки отводят кзади. Задние лапки фиксируют между большим, указательным и средним пальцами другой руки помощника.
В момент заражения руки помощника должны располагаться в одной плоскости с животным, чтобы исключить возможные аварийные ситуации.
Заражающий над кюветой с дезинфектантом в правой руке держит шприц с исследуемым материалом, левой рукой с помощью анатомического пинцета спиртовым ватным тампоном протирает место инокуляции материала, оставляет тампон на руке помощника, этим же пинцетом слегка приподнимает кожу животного вверх и вводит иглу срезом кверху строго под кожу. Затем экспериментатор переносит пинцет на муфту иглы, чтобы зафиксировать ее на шприце, и медленно надавливает на поршень указательным пальцем. После введения материала необходимо сразу убрать указательный палец с поршня, пинцет — с канюли шприца и под прикрытием спиртового тампона вывести иглу из-под кожи. Используемый тампон опускают в дезраствор.
Заражающий набирает при помощи порошня в шприц дезинфицирующий раствор и погружает его в емкость с дезраствором. Помощник помещает животное в банку, которая должна стоять вблизи работающих. Не касаясь горлышка банки, животное головой вниз опускают в нее на глубину не более 5 – 6 см и освобождают сначала голову, а затем задние лапки.
Внутрибрюшинный метод заражения применяют с целью ускорения биологического исследования материала. В этом случае для биопробы можно брать только так называемый «чистый» материал (например, кровь).
Техника внутрибрюшинного метода заражения отличается от подкожного способом подачи животного. В момент непосредственного введения исследуемого материала лабораторное животное должно располагаться вертикально головой вниз. В этом положении кишечник смещается в сторону диафрагмы, что уменьшает возможность его повреждения в момент инъекции.
Мелких лабораторных животных помощник сразу подает головкой вниз, брюшком к экспериментатору. Заражающий обрабатывает место введения инокулята спиртовым тампоном, захватывает анатомическим пинцетом складку кожи вместе с брюшиной несколько выше проекции мочевого пузыря и вводит иглу, прокалывая кожу и брюшину одновременно.
При заражении морских свинок помощник располагает фиксированное животное сначала в горизонтальном положении брюшком вверх, а головкой к правой руке экспериментатора. Заражающий протирает нижнюю часть брюшка спиртовым тампоном, захватывает пинцетом складку кожи, отступая 0,5-0,8 см от белой линии живота в правую сторону по отношению к животному, приподнимает кожу и прокалывает ее. Затем фиксирует этим же пинцетом муфту иглы. В это время помощник осторожно переводит животное в вертикальное положение головой вниз, а заражающий следит за иглой, устанавливая ее перпендикулярно к брюшку животного. Затем экспериментатор колющим движением вводит иглу в полость брюшины. Последующие манипуляции не отличаются от выше указанных при подкожном методе заражения (рис. 16).
Накожный метод заражения применяют при исследовании материала, который содержит большое количество посторонней микрофлоры (загнивший труп грызуна, мокрота, содержимое кишечника, погадки птиц, земля и др.). Перед заражением кожу в области брюшка животного освобождают от волосяного покрова. У кроликов, морских свинок и крыс шерсть выстригают ножницами с закругленными концами. Для полного удаления волосяного покрова используют депилятор (за 2-3 дня до постановки опыта). Помощник крепко фиксирует животное и подает его в растянутом виде строго горизонтально, чтобы избежать стекания капель инфицированного материала с поверхности кожи в момент заражения. Заражающий обрабатывает эпилированный участок стерильным ватным тампоном, смоченным стерильной водой или физиологическим раствором, и скарифицирует лезвием скальпеля до появления капель крови кожу в области предполагаемого заражения. Затем заражающий с помощью пастеровской пипетки, скальпеля или пинцета наносит на кожу небольшое количество (2-3 капли или 0,5-1,0 г) исследуемого материала. Если необходимо заразить животное мокротой, используют ватный тампон, накрученный на деревянную палочку. При исследовании отдельных органов (грызуна, человека) вырезают небольшой кусочек, которым делают отпечатки на скарифицированной коже биопробного животного. После нанесения исследуемого материала следует тщательно втереть его в кожу тупой поверхностью скальпеля под прикрытием стеклянной воронки или крышки от чашки Петри. Воронку или чашку Петри, которые использовали в работе, сразу погружают в дезинфицирующий раствор.
Заражение в корень хвоста. При заражении этим методом используют белых мышей и белых крыс. Белых мышей помощник подает экспериментатору в горизонтальном положении спинкой вверх, оставляя не фиксированным хвост. Для заражения белых крыс необходимо иметь специальные металлические каркасы или банки с металлическими крышками, в средней части которых сделано небольшое отверстие для хвоста. В исключительных случаях животное можно фиксировать с помощью корнцанга. Исследуемый материал вводят животному в подкожную клетчатку в области корня хвоста.
Крыс и мышей можно заразить в боковую вену хвоста. Перед введением материала хвост животного смазывают ксилолом или толуолом, чтобы вызвать набухание вены. Для введения материала лучше пользоваться туберкулиновыми иглами.
Источник
